American Journal of Plant Sciences, 2015, 6, 718-724



Yüklə 126.11 Kb.
PDF просмотр
tarix21.08.2017
ölçüsü126.11 Kb.

American Journal of Plant Sciences, 2015, 6, 718-724 

Published Online March 2015 in SciRes. 

http://www.scirp.org/journal/ajps

 

http://dx.doi.org/10.4236/ajps.2015.65077



 

 

 



How to cite this paper: 

Azziz, S.S.S.A., Talip, M.A., Wong, C.F., Alimon, H., Bakar, N.A., Mahamod, W.R.W., Yahaya, R., Ah-

mad, M.S. and Juahir, Y. (2015) Determination of Malaysian Herbs and Spices as Biopreservative Agents in Food Products. 

American Journal of Plant Sciences6, 718-724. 

http://dx.doi.org/10.4236/ajps.2015.65077

   

 

 



Determination of Malaysian Herbs and 

Spices as Biopreservative Agents in   

Food Products 

Saripah Salbiah Syed Abdul Azziz

1*

, Munirah Abdul Talip

1

, Chee Fah Wong

2

,   

Hasimah Alimon

2

, Norlaili Abu Bakar

1

, Wan Rusmawati Wan Mahamod

1

,   

Rozita Yahaya

1

, Mohamad Syahrizal Ahmad

1

, Yusnita Juahir

1

 

1

Department of Chemistry, Faculty of Science and Mathematics, Universiti Pendidikan Sultan Idris, Tanjung 



Malim, Perak, Malaysia 

2

Department of Biology, Faculty of Science and Mathematics, Universiti Pendidikan Sultan Idris, Tanjung Malim, 



Perak, Malaysia 

Email: 


*

saripah@fsmt.upsi.edu.my

    

 

Received 12 February 2015; accepted 18 March 2015; published 23 March 2015 



 

Copyright © 2015 by authors and Scientific Research Publishing Inc. 

This work is licensed under the Creative Commons Attribution International License (CC BY). 

http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/

 

 

 



 

 

 



 

 

Abstract 

Preservatives are usually added to food products to ensure longer shelf life and prevent decompo-

sition process and microbial growth. However, synthetic food preservatives can also give negative 

side effect to health and are harmful to human and animal physiology. Based on the potential of 

herbs and spices as antimicrobial agent, the purpose of this study is to identify antibacterial activ-

ity from extracts of some local herbs and spices: Phaeomeria speciosa (P. speciosa), Aquilaria sub-

integra (A. subintegra), Polygonum minus (P. minus), Syzygium aromaticum (S. aromaticum), Cin-

namomum verum (C. verum) and Piper nigrum (P. nigrum) against food bacteria using disc diffu-

sion method. Results revealed that dichloromethane extracts of C. verum, hexane extracts of S. 

aromaticum  and  P. minus showed the most active antibacterial against tested bacteria. The Mi-

nimal Inhibitory Concentrations (MIC) ranged from 25 to 75 mg/ml for dichloromethane extract of 

C. verum,  hexane extract of S. aromaticum  and  P. minus. Therefore further research should be 

pursued to identify the chemical structure of antibacterial agents from the active extracts as an 

alternative source of natural preservatives. 

 

Keywords 

Preservative Agents, Antibacterial Activity, Disc Diffusion Assay, MIC 

 

 

 



*

Corresponding author. 



S. S. S. A. Azziz et al

 

 



719 

1. Introduction 

Preservatives are crucial in food manufacturing, cosmetics, medicine and pharmaceutical products to extend 

their shelf life and avoid the growth of bacteria. Besides that, preservation also plays an important role in the 

taste, colour and texture as well as improves nutrition value of the foods. The source of preservatives can be 

natural or synthetic. Preservatives from natural sources such as herbs and spices have long been practiced in tra-

ditional food and medicinal preparations, and recent studies have shown their potential as antibacterial, antifun-

gal, antiviral and antioxidant agents 

[1]


. Essential oils from herbs and spices such as clove, coriander, garlic, ro-

semary, thyme, onion and sage had been found to have strong antimicrobial activities 

[2]

. Cinnamon and clove 



extracts also showed significant inhibition zones against Staphylococcus aureus  by using disc diffusion tech-

nique 


[1]

. Antimicrobial property of an extract is determined by the chemical composition, structure and func-

tional group of a compound 

[2]


. Most phenolic compounds, polyphenols, alkaloids, terpenes and flavonoids 

from plant extract had been reviewed as antimicrobial agents 

[3]-[5]

.   


On the other hand, synthetic preservatives synthesized through chemical reactions produce cheaper alternative 

and now are becoming more reliable and in favour. Previous studies have shown that without proper manage-

ment, synthetic food preservatives could give negative effect not only to human and animal health but also to the 

physiology of other living organisms, damage the biology system and pollute the environment 

[6]

. A common 



example of synthetic preservative—sodium benzoate is a salt from benzoic acid widely used to preserve pickle, 

sauce and fruit juice. However, this substance can cause skin irritation and cancer 

[7]

. A study on synthetic pre-



servative had been done on rats and found that sodium benzoate gives bad effect to their nervous system 

[8]


. In 

comparison, natural preservative had been reported to be safer and more effective 

[9]

. Nevertheless to optimize 



the action of natural preservatives, the extraction process is imperative.   

Solvent used for plant extraction will determine the compound extracted and its bioactivity. The solvent can 

be grouped into different polarities which are low, medium and high polarity 

[10]


. Solvent in low polarity hex-

ane is usually used to extract waxes, fats and volatile oils. Medium polarity dichloromethane solvent is used to 

extract alkaloids, aglycones and volatile oil while high polarity solvent, such as methanol and water, is used to 

extract sugars, amino acids and also  glycosides. Hence, this study will work on different polarities  of solvent 

used for plant extraction and investigate the potential of each extract against common bacteria that usually are 

found in spoilt foods such as Escherichia coli,  Staphylococcus aureus,  Bacillus cereus,  Salmonella typhi and 



Pseudomonas aeruginosa

2. Materials and Method 

2.1. Plant Material 

P. speciosa, A. subintegra, and P. minus were collected around Tanjung Malim, Perak while S. aromaticum, C. 

verum and P. nigrum were purchased from the local market in Behrang, Perak in 2013. Plant species and their 

parts used in this study were summarized in 



Table 1

. Plant materials were separated, cut into small pieces and 

oven-dried at 40

˚C. The dried plant materials were ground into powder using grinder machine. 



2.2. Plant Extraction 

Powdered samples were sequentially extracted with hexane, dichloromethane and methanol by maceration tech-   



 

Table 1.

 Plant species and the plant parts used.                                                                        

Plant species 

Parts used 

Remarks 

Phaeomeria speciosa 

Flowers 


Only widely open petals were chosen 

Aquilaria subintegra 

Young leaves 

Healthy young leaves were chosen 

Polygonum minus Huds. 

Leaves 


Only healthy and green leaves were chosen 

Syzygium aromaticum 

Buds 


Brownish and dry buds were chosen 

Cinnamomum verum 

Stem barks 

Light reddish brown barks were chosen 

Piper nigrum 

Drupes 


Only dried and black drupes were chosen 

S. S. S. A. Azziz et al

 

 



720 

nique at room temperature for 72 hours and then extract with water by reflux technique for two hours to avoid 

deterioration of the chemical compounds. The organic extracts (18 extracts) were evaporated in vacuum by us-

ing rotary evaporator at 40

˚C while the water extracts (6 extracts) were freeze-dried. The dried extracts were 

stored in glass bottle at 4

˚C for further analysis. 

2.3. Antimicrobial Activity 

2.3.1. Microorganisms 

Bacteria cultures of Escherichia coli,  Bacillus cereus,  Pseudomonas aeruginosa,  Staphylococcus aureus and 



Salmonella typhi  were obtained from culture collection centre, Department of Biology, Universiti Pendidikan 

Sultan Idris, Perak, used for antibacterial test microorganisms. All bacteria strains were maintained and grown 

according to standard procedures, unless otherwise stated. 

2.3.2. Disc Diffusion Method 

After overnight incubation in nutrient broth at 37

˚C, a sterile cotton swab was dipped into each nutrient broth 

suspension containing the tested bacteriaE. coli, B. cereus, P. aeruginosa, S. aureus and S. typhi, were swab on 

the agar surface. Then the 5 mm-diameter sterile filter paper discs were impregnated with different concentra-

tion of extracts and a control. The antibacterial test was done at concentration 25, 50, 75 and 100 mg/ml. Me-

thanol and distilled water that used to dilute the extract were choose as the control. Then, they were placed on 

the NA plate with suitable distance from each other. The discs were gently pressed down by using sterile forcep 

to ensure complete contact with agar surface. The plates were then sealed with parafilm and incubated at 37

˚C 


overnight in inverted to prevent the moisture build up on the lid from dripping onto the bacteria. Observations 

were recorded after 24 hours incubation. Antibacterial activities were interpreted from the diameters of inhibi-

tion zone around the disc and done in triplicate 

[11]


.   

2.4. Determination of Minimal Inhibitory Concentration (MIC) 

The minimal inhibitory concentration was performed on extracts which showed zone of inhibition in the pre-

liminary screening by using dilution method according to Nascimento et al

[12]


. MIC of selected extracts was 

determined by measuring the optical density at 620 nm by comparing the reading of nutrient broth added with 

extract and inoculated with tested bacteria, with the nutrient broth added with extract without the tested bacteria 

as control. Each MIC determination was carried out in triplicate. 



3. Results and Discussion 

3.1. Disc Diffusion Test 

The disc diffusion method was used to evaluate the antibacterial activity. In this study, 18 organic extracts and 6 

water extracts from P. speciosa,  A. subintegra,  P.  minus, S. aromaticum,  P. nigrum and C. verum were tested 

against Gram negative bacteria, E. coli, S. typhi, P. aeruginosa and Gram positive bacteria, B. cereus and S. au-



reus which commonly found in food such as chilli sauce. Four out of six herbs and spices tested in this study 

have shown antibacterial activity by using disc diffusion method (



Table 2

). Nor organic neither water extracts 

from P. speciosa  and P.  nigrum  showed any antibacterial activity. Only methanol extracts of A. subintegra  at 

higher concentration (75 mg/ml and 100 mg/ml) showed inhibition zone to only P. aeruginosa. Aqueous ex-

tracts of P. minus did not show any antibacterial activities against all bacteria tested.   

A study carried out on pure piperine isolated from P. nigrum’s drupes showed zone of inhibition against E. 



coli, P. aeruginosa and S. aureus 

[13]


P. nigrum’s extracts in this study were found not active against all tested 

bacteria. The difference result obtained probably caused by antagonistic effect of the compound where the pure 

single compound inhibition effect is greater than the combination of compound mixture in an extract 

[14]


.   

Other than environmental condition, genetic factor, solvent used for extraction also affects the degree of anti-

bacterial activity 

[15] [16]

. Previous study of water extract from P. speciosa showed inhibition against S. aureus 

and other bacteria including Staphylococcus xylosus and Micrococcus species 

[17]

. However, P. speciosa from 



this study were found not active against all the tested bacteria. Method of extraction in this study might be af-

fecting the antibacterial activity of P. speciosa  because the compound had been extracted serially in different 

polarity solvents. The composition of bioactive compounds from plant material will depend on the types and   


S. S. S. A. Azziz et al

 

 



721 

Table 2.

 Antibacterial activity of different extracts from P. minus Huds., S. aromaticum and C. verum.                            



Plants 

Extracts 

Test bacteria 

Conc. (mg/ml)/Zone of inhibition (mm ± s.d) 



25 

50 

75 

100 

A. subintegra 

MeOH 


E. coli 





 

 

S. aureus 







 

 

S. typhi 





 

 

B. cereus 







 

 

P. aeruginosa 



6.67 ± 0.58 

7.00 ± 0.00 

P. minus Huds. 

Hex 


E. coli 





S. aureus 

6.67 ± 0.58 



7.33 ± 0.58 

7.67 ± 0.58 

7.67 ± 0.58 

S. typhi 





B. cereus 

7.00 ± 0.00 



8.00 ± 0.00 

8.67 ± 0.58 

9.33 ± 0.58 

P. aeruginosa 

7.67 ± 0.58 



8.67 ± 0.58 

9.00 ± 1.00 

9.33 ± 0.58 

DCM 


E. coli 





S. aureus 





S. typhi 





B. cereus 



6.67 ± 0.58 

6.67 ± 0.58 

P. aeruginosa 



6.33 ± 0.58 

6.67 ± 0.58 

7.67 ± 0.58 

MeOH 


E. coli 





S. aureus 



6.67 ± 0.58 

7.33 ± 1.15 

S. typhi 





B. cereus 



6.33 ± 0.58 

6.67 ± 0.58 

P. aeruginosa 



6.67 ± 0.58 

6.67 ± 0.58 

7.00 ± 0.00 

S. aromaticum 

Hex 


E. coli 

7.33 ± 0.58 



7.00 ± 1.00 

7.60 ± 0.58 

8.00 ± 0.00 

S. aureus 

7.00 ± 0.00 



8.67 ± 0.58 

9.00 ± 1.00 

9.00 ± 1.00 

S. typhi 

6.33 ± 0.58 



7.00 ± 0.00 

7.67 ± 1.15 

9.00 ± 1.00 

B. cereus 

7.00 ± 0.00 



8.33 ± 0.58 

8.33 ± 0.58 

9.00 ± 0.00 

P. aeruginosa 

6.33 ± 0.58 



7.00 ± 0.00 

7.60 ± 0.58 

8.00 ± 0.00 

DCM 


E. coli 



7.00 ± 0.00 



S. aureus 



7.00 ± 1.00 



S. typhi 





B. cereus 





P. aeruginosa 



7.00 ± 1.73 

6.67 ± 1.15 

7.67 ± 0.58 

C. verum 

Hex 


E. coli 



7.00 ± 1.00 

8.00 ± 0.00 

S. aureus 

7.67 ± 0.58 



7.67 ± 0.58 

7.67 ± 1.15 

8.00 ± 1.00 

S. typhi 

7.00 ±0.00 



7.33 ± 0.58 

8.33 ± 0.58 

9.00 ± 1.00 

B. cereus 

7.00 ± 0.00 



7.67 ± 0.58 

11.00 ± 0.00 

10.00 ± 0.00 

P. aeruginosa 

7.00 ± 0.00 



8.67 ± 0.58 

11.00 ± 0.00 

10.67 ± 0.58 

DCM 


E. coli 





S. aureus 



7.00 ± 0.00 

8.33 ± 0.58 

9.00 ± 1.00 


S. S. S. A. Azziz et al

 

 



722 

Continued 

C. verum 

 

S. typhi 





6.67 ± 0.58 

7.67 ± 0.58 



B. cereus 

8.00 ± 1.00 



10.67 ± 0.58 

14.00 ±1.73 

13.67 ± 1.15 

P. aeruginosa 

9.00 ± 0.00 



11.33 ± 0.58 

13.33 ± 2.52 

14.33 ± 1.53 

MeOH 


E. coli 





S. aureus 

6.00 ± 0.00 



7.00 ± 1.00 

7.33 ± 0.58 

7.00 ± 0.00 

S. typhi 





B. cereus 

6.33 ± 0.58 



7.00 ± 1.00 

7.67 ± 0.58 

8.67 ± 0.58 

P. aeruginosa 

7.33 ± 0.58 



9.00 ± 1.00 

10.33 ± 0.58 

10.33 ± 0.58 

Aqueous 


E. coli 





S. aureus 



7.00 ± 1.00 

8.33 ± 0.58 

8.67 ± 0.58 

S. typhi 





B. cereus 

8.00 ± 0.00 



8.67 ± 0.58 

9.67 ± 0.58 

10.00 ± 0.00 

P. aeruginosa 

7.00 ± 0.00 



8.33 ± 0.58 

9.33 ± 0.58 

9.33 ± 0.58 

Key: Hex = Hexane, DCM = Dichloromethane, MeOH = Methanol (n = 3), (-) = No zone of inhibition. 

 

polarity of solvent used for extraction. A polar compound will extracted by polar solvent and non-polar com-



pound will extracted by non-polar solvent. Thus, the biological activity shown may be different between extracts 

since different compounds will be extracted 

[18]

. For example, Qader et al



[19]

 reported that P. minus have an-

tibacterial properties against H. pylori when extract using petroleum ether, chloroform and methanol. However, 

aqueous extract of P. minus showed no inhibition against H. pylori.   

Interestingly, hexane extract of C. verum and S. aromaticum showed antibacterial properties against all five 

tested organisms while hexane extract from P. minus  gave positive result against three bacteria; S. aureus,  B. 



cereus and P. aeruginosa. Even though essential oil is usually extracted by steam distillation technique, in this 

study, essential oil, waxes and fats might be dissolved in non polar solvent such as hexane 

[10]

 (Peter and Ama-



la, 1998) and showed good antibacterial activity based on the zone of inhibition exhibited, range from 7 mm to 

11 mm in diameter (



Table 2

). In previous study, ethanol extract of P. minus was found to be active as antimi-

crobial against Gram-positive bacteria; Bacillus cereus  and  Bacillus megaterium, two Gram-negative bacteria; 

Escherichia coli and Pseudomonas aeruginosa, and two fungi; Aspergillus ochraceous and Cryptococcus neo-

formans 

[20]


 (Macken et al., 1997). In present study, dichloromethane extracts from P. minus showed inhibition 

against B. cereus and P. aeruginosa while S. aromaticum showed positive results against E. coli, S. aureus and 



P. aeruginosa. In addition, dichloromethane extract from C. verum  gave positive results against S. aureus,  S. 

typhi, B. cereus and P. aeruginosa. Methanol extracts from C. verum and P. minus showed antibacterial activity 

against S. aureus, B. cereus and P. aeruginosa while methanol extract of S. aromaticum showed no inhibition 

against all the tested bacteria. Water extract from C. verum showed inhibition against S. aureus, B. cereus and P. 

aeruginosa.   

Previous studies indicate that  eugenol and cinnamaldehyde, were two major chemical components found in 

the spice oil of Cinnamom  species and S. aromaticum  that showed inhibition against gram negative and gram 

positive bacteria 

[21] [22]

. Eugenol is a phenolic compound with-OH group, which gives hydrophobicity of the 

molecule that enables to penetrate the lipopolysaccharide of the gram negative bacterial cell membrane and dis-

turbed the cell structures 

[23]

. Hence, this lead to the leakage of ions and other cell contents, which consequent-



ly inhibit the bacterial growth. 

3.2. Minimum Inhibition Concentration (MIC) 

The results from disc diffusion methods show three extracts that exhibited very active antibacterial activity; 

dichloromethane extract of C. verum,  hexane extract of S. aromaticum  and  hexane extract of P. minus  Huds. 

leaves (


Table 2

). They were further tested to determine the Minimal Inhibitory Concentration (MIC). The MIC 

values for the extracts were shown in 

Table 3

. Plant extract of C. verum in dichloromethane showed MIC of 25   



S. S. S. A. Azziz et al

 

 



723 

Table 3.

 Minimum inhibitory concentraction (MIC) of dichloromethane extract of C. verum, hexane extract of S. aromati-

cum and hexane extract of P. minus Huds. from leaves.                                                                    

Test organisms 

Extracts/Minimum inhibition concentration (mg/ml) 

DCM extract of C. verum 

Hex extract of S. aromaticum 

Hex extract of P. minus Huds. 



E. coli 

25 





S. aureus 

25 


25 

25 


S. typhi 

50 


75 



B. cereus 

25 

50 


25 

P. aeruginosa 

25 


25 

25 


 

mg/ml against tested bacteria S. aureus,  B. cereus  and  P. aeruginosa, whereas 50 mg/ml for S. typhi. Hexane 

extract of S. aromaticum  showed MIC of 25 mg/ml against E. coli,  S. aureus  and  P. aeruginosa, whereas 50 

mg/ml against B. cereus and 75 mg/ml against S. typhi. The MIC of 25 mg/ml was obtained against S. aureus, B. 



cereus and P. aeruginosa when tested with hexane extract of P. minus Huds. From the results, antibacterial ac-

tivity of the selected herbs and spices against both gram positive and gram negative bacteria show the presence 

of broad-spectrum antibacterial properties. Therefore, it is hypothesized that this local herbs and spices can be 

used as biopreservative agent in food products. 



4. Conclusion 

Herbs, spices and edible plants have long been given most attention for their medicinal properties and low toxic-

ity to human. They also show potential as antibacterial agents that are relatively safer than synthetic alternatives 

like sodium benzoate. From the findings, the most significant antibacterial activities were found in all four ex-

tracts of C. verum, hexane extracts of S. aromaticum and P. minus Huds. which can form basis information for 

further studies. Hence, these herbs and spices that are of interest for antibacterial agents are suggested for further 

study on toxicity testing, further isolation of active compounds, identification of its chemical structure and eval-

uation against a wider range of biological activities like in vivo testing with the aim for use in food preservation. 



Acknowledgements 

The authors acknowledge Ministry of Higher Education, Malaysia and Universiti Pendidikan Sultan Idris (UPSI) 

for provision of financial support for this research work, FRGS (2014-0030-101-02)  and  GPU (2013-0068- 

102-01). 



References 

[1]


 

Zainab, A.A.D. (2008) The Antibacterial Activity of Aqueous Extract of Cinnamon and Clove against Staphylococcus 



aureusJournal of Al-Nahrain University11, 131-135. 

[2]


 

Coisin, M., Burzo, I., Stefan, M., Rosenhech, E. and Zamfirache, M.M. (2012)  Chemical  Composition  and  Antibac-

terial Activity of Essential Oils of Three Salvia Species, Widespread in Eastern Romania. Biologie 

Vegetală58, 51-58. 

[3]


 

Pereira, A.P., Ferreira, I.C.F.R., Marcelino, F., Valentao, P., Andrade, P.B., Seabra, R., Estevinho, L., Bento, A. and 

Pereira, J.A. (2007)  Phenolic  Compounds  and  Antimicrobial Activity of Olive (Olea europaea L.  Cv.  Cobrançosa) 

Leaves. Molecules12, 1153-1162. 

http://dx.doi.org/10.3390/12051153

   


[4]

 

Hendra, R., Ahmad, S., Sukari, A., Shukor, M.Y. and Oskoueian, E. (2011) Flavonoid Analyses and Antimicrobial Ac-



tivity of Various Parts of Phaleria macrocarpa (Scheff.) Boerl Fruit. International Journal of Molecular Sciences12

3422-3431. 

http://dx.doi.org/10.3390/ijms12063422

 

[5]



 

Pfoze, N.L., Kumar, Y., Myrboh, B., Bhagobaty, R.K. and Joshi, S.R. (2011) In Vitro Antibacterial Activity of Alka-

loid Extract from Stem Bark of Mahonia manipurensis Takeda. Journal of Medicinal Plants Research5, 859-861. 

[6]


 

Newton, D.E. (2007) The New Chemistry: Food Chemistry. An Imprint of Infobase Publishing, USA. 

[7]

 

Anand, S.P. and Sati, N. (2013) Artificial  Preservatives  and  Their Harmful Effects Looking toward Nature  for  Safer 



Alternatives. International Journal of Pharmaceutical Sciences and Research4, 2496-2501. 

[8]


 

Wibbertmann, A., Kielhorn, J., Koennecker, G., Mangelsdorf, I. and Melber, C. (2000)  Benzoic  Acid  and Sodium 



S. S. S. A. Azziz et al

 

 



724 

Benzoate. World Health Organization, Geneva, 1-46. 

[9]

 

Sunilson, J.A.J., Suraj, R., Rejitha, G., Anandarajagopal, K., Kumari, A.V.G. and Promwichit, P. (2009) In Vitro An-



timicrobial Evalution of Zingiber officinaleCurcuma longa and Alpinia galanga Extracts  as  Natural Food Preserva-

tives. American Journal of Food Technology4, 192-200. 

http://dx.doi.org/10.3923/ajft.2009.192.200

 

[10]



 

Peter, J.H. and Amala, R. (1998)  Laboratory Handbook For the Fractionation of Natural Extracts. Chapman & Hall. 

London. 

[11]


 

Niederstebruch, N. and Sixt, D. (2013) Standard Nutrient Agar 1 as a Substitute for Blood-Supplemented Müller-Hin- 

ton Agar for Antibiograms in Developing Countries European. Journal of Clinical Microbiology & Infectious Disease

32, 237-241. 

http://dx.doi.org/10.1007/s10096-012-1735-2

 

[12]


 

Nascimento, G.G.F., Locatelli, J., Freitas, P.C. and Silva, G.L. (2000) Antibacterial Activity of Plant Extracts and 

Phytochemicals on Antibiotic-Resistant Bacteria. Brazilian Journal of Microbiology31, 247-256.   

http://dx.doi.org/10.1590/S1517-83822000000400003

 

[13]


 

Zainab, T.K.A. (2010) Antimicrobial Activity of Piperine Purified from Piper nigrum. Journal of Basrah Researchers 

(Sciences), 36, 50-61. 

[14]


 

Milugo, T.K., Omasa, L.K., Ochanda, J.O., Owuor, O.B, Wamunyokoli, F.A., Oyugi, J.O. and Ochieng, J.W. (2013) 

Antagonistic Effect of Alkaloids and Saponins on Bioactivity in the Quinine Tree (Rauvolfia caffra  Sond.): Further 

Evidence to Support Biotechnology in Traditional Medicinal Plants. BMC Complementary and Alternative Medicine



13, 285-291. 

http://dx.doi.org/10.1186/1472-6882-13-285

 

[15]


 

Aprotosoaie, A.C., Spac, A., Hancianu, M., Miron, A., Tanasescu, V.F., Dorneanu, V. and Stanescu, U. (2010) The 

Chemical Profile of Essential Oils Obtained from Fennel Fruits (Foeniculum vulgare Mill.). Farmacia58, 46-53. 

[16]


 

Idamokoro, E.M., Masika, P., Munchenje, V. and Green, E. (2013) In-Vitro Antibacterial Sensitivity of Usnea barbata 

Lichen Extracted with Methanol and Ethyl-Acetate against Selected Staphylococcus Species from Bovine Milk. Men-

delnet, 203-206. 

[17]


 

Nurain, A., Noriham, A.Z.M.N., Wan Saidatul, S.W.K. and Khairusy, S.Z. (2012) Phytochemical Constituents and 

Bioactivities of Aqueous Extract of Aromatic Herbs. International Journal of PharmTech Research, 4, 1401-1406. 

[18]


 

Rasooli, I. (2007) Food Preservation—A Biopreservative Approach. Food1, 111-136. 

[19]

 

Qader, S.W., Abdulla, M.A., Chua, L.S. and Hamdan, S. (2012) Potential Bioactive Property of Polygonum minus 



Huds (Kesum) Review. Scientific Research and Essays7, 90-93. 

[20]


 

Macken, M.M., Ali, A.M., El-Sharkawy, S.H., Manap, M.Y., Salleh, K.M., Lajis, N.H. and Kawazu, K. (1997) Anti-

microbial and Cytotoxic Properties of Some Malaysian Traditional Vegetables (Ulam). Pharmaceutical Biology,  35

174-178. 

http://dx.doi.org/10.1076/phbi.35.3.174.13294

 

[21]



 

Alexander, O.G. and Richard, A.H. (2004) Mechanisms of Bactericidal Action of Cinnamaldehyde against Listeria 



monocytogenes and of Eugenol against L. monocytogenes and Lactobacillus sakei. Applied and Environmental Micro-

biology, 70, 5750-5755. 

http://dx.doi.org/10.1128/AEM.70.10.5750-5755.2004

 

[22]


 

Sanla-Ead, N., Jangchud, A., Chonhenchob, V. and Suppakul, P. (2012) Antimicrobial Activity of Cinnamaldehyde 

and Eugenol and Their Activity after Incorporation into Cellulose-Based Packaging Films. Packaging Technology and 

Science25, 7-17. 

http://dx.doi.org/10.1002/pts.952

 

[23]


 

Hyldgaard, M., Mygind, T. and Meyer, R.L. (2012) Essential Oils in Food Preservation: Mode of Action, Synergies, 

and Interactions with Food Matrix Component. Frontiers in Microbiology3, 1-24.   

http://dx.doi.org/10.3389/fmicb.2012.00012



 

Document Outline

  • Determination of Malaysian Herbs and Spices as Biopreservative Agents in Food Products
  • Abstract
  • Keywords
  • 1. Introduction
  • 2. Materials and Method
    • 2.1. Plant Material
    • 2.2. Plant Extraction
    • 2.3. Antimicrobial Activity
      • 2.3.1. Microorganisms
      • 2.3.2. Disc Diffusion Method
    • 2.4. Determination of Minimal Inhibitory Concentration (MIC)
  • 3. Results and Discussion
    • 3.1. Disc Diffusion Test
    • 3.2. Minimum Inhibition Concentration (MIC)
  • 4. Conclusion
  • Acknowledgements
  • References


Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©azkurs.org 2016
rəhbərliyinə müraciət

    Ana səhifə