American Journal of Plant Sciences, 2013, 4, 2165-2173



Yüklə 373,06 Kb.
Pdf görüntüsü
tarix03.07.2017
ölçüsü373,06 Kb.

American Journal of Plant Sciences, 2013, 4, 2165-2173 

Published Online November 2013 (http://www.scirp.org/journal/ajps) 

http://dx.doi.org/10.4236/ajps.2013.411268

   


Open Access                                                                                           AJPS 

2165


Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation 

Inhibit Seed Germination of Weed Species? 

Gabriel Olulakin Adesina 

 

Department of Crop and Environmental Protection, Faculty of Agricultural Sciences, Ladoke Akintola University of Technology, 



Ogbomoso, Nigeria. 

Email: olulakinadesina@gmail.com 

 

Received August 17



th

, 2013; revised September 17

th

, 2013; accepted October 15



th

, 2013 


 

Copyright © 2013 Gabriel Olulakin Adesina. This is an open access article distributed under the Creative Commons Attribution Li-

cense, which permits unrestricted use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited. 

ABSTRACT 

Pot experiment was carried out in the screen house, Ladoke Akintola University Technology Ogbomosho, Nigeria to 

determine the possible impact of Tithonia diversifolia on the growth of thirteen selected weed species weeds growing in 

its surroundings. The study consisted of two treatments (Tithonia diversifolia infested and Non-Tithonia diversifolia 

infested soils) and from the two media, the growth of A. hispidium, B. pilosa E. heterophylla, P. maximum and P. 

polystachion was significantly affected in soil infested by T. diversifolia. The number of weed seedling emergence afore 

mentioned was significantly lower than what was obtained in soil not infested with T. diversifolia and this accounted for 

about 38% of the tested weed species. Germination of four of these weeds species (23%) (A. spinosus, C. viscosa, T. 

procumbens  and  D. gayana) was enhanced by the presence of T. diversifolia. The study further revealed that weed 

counts in T. diversifolia infested  soil is significantly lower than the ones in soil without T. diversifolia infestation. 

Likewise, the vegetative growth of some species (A. spinosus, C. viscosa, T. procumbens and D. gayana) was improved 

in this soil. This shows that T. diversifolia infested soil contains allelochemicals that performed both stimulatory and 

inhibitory functions. 

 

Keywords: Tithonia diversifolia; Allelopathy; Allelochemical; Asteraceae 



1. Introduction 

Weed infestation is ranked the greatest problem in agri-

cultural systems [1], causing crop yield losses. Attention 

towards reducing dependency on herbicide has height-

ened interest in weed management strategies that com-

bine more efficient use of herbicides with increased use 

of biologically based weed management methods [2]. 

Chemicals that are released from plants which impose 

negative influence on other plants are called al-

lelochemicals or allelochemics [3]. Allelochemicals that 

are toxic may inhibit shoot/root growth, nutrient uptake, 

or may attack a naturally occurring symbiotic relation-

ship thereby destroying the plant’s usable source of a 

nutrient [3]. The consequent effects may be inhibited or 

retarded germination rate, reduced root or radicle and 

shoot or coleoptile extension, lack of root hairs, swelling 

or necrosis of root tips, curling of the root axis, increased 

number of seminal roots, discolouration, reduced dry 

weight accumulation and lowered reproductive capacity 

[4]. Plants in the Asteraceae family like T. diversifolia 

and T. rotundifolia have been reported to exhibit allelo-

pathic traits [5,6]. 

Different plant parts, including flowers, leaves, leaf 

litter and leaf mulch, stems, bark, roots, soil and soil 

leachates and their derived compounds, can have allelo-

pathic activity that varies over growing seasons [7,8]. 

When susceptible plants are exposed to allelochemicals, 

germination, growth and development may be affected. 

The most frequently reported gross morphological effects 

on plants are inhibited or retarded seed germination, de-

privative effects on coleoptile elongation and on radicle, 

shoot and root development. 

Allelopathic inhibition is complex and can involve the 

interaction of different classes of chemicals like phenolic 

compounds, flavonoids, terpenoids, alkaloids, steroids, 

carbohydrates, and amino acids, with mixtures of differ-

ent compounds sometimes having a greater allelopathic 

effect than individual compounds alone [9]. Furthermore, 

physiological and environmental stresses, pests and dis-

eases, solar radiation, herbicides and less than optimal 



Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species? 

2166 


nutrient, moisture, and temperature levels can also affect 

allelopathic weed suppression [8].   

The current trend in agricultural practices which dis-

courages the use of inorganic external input in crop and 

animal production makes research in allelopathy impor-

tant. This is because the use of inorganic input is con-

tributory to solve many of the problems confronting 

adequate food production which is void of many syn-

thethic pesticides (herbicides inclusive). Also, in organic 

cropping systems where synthetic herbicides are not used, 

crop cultivars with enhanced allelopathic activity could 

be part of the weed management strategy. Weed control 

mediated by allelopathy—either as natural herbicides or 

through the release of allelopathic compounds from a 

living crop cultivar or from plant residues is often as-

sumed to be advantageous for the environment compared 

to synthetic herbicides. In view of the fact that al-

lelochemicals are derived from natural sources, several 

authors were of the opinion that these allelopathic com-

pounds will be biodegradable and less polluting to the 

environment than conventional herbicides [10-12].   

Many crop cultivars show strong allelopathic proper-

ties, of which rice (Oryza sativa) has been most studied. 

Beet (Beta vulgaris L.), lupin (Lupinus lutens L.), maize 

(Zea mays L.), wheat (Triticum aestivum L.), oats (Avena 

sativa  L.), barley (Hordeum vulgare L.) and Cucumis 

sativus  are other crops which have been studied that 

show allelopathic effect on other crops [7,13-15]. 

Reference [16] examined the toxic effect of four leg-

umes and reported that the aqueous leachates (1%) of all 

the four legumes exhibited strong phytotoxic effect on 

the radical growth of barnyard grass (Echinochloa crus-



galli  L. P. Beauv.), alegría and amaranth (Amaranthus 

hypochondriacus L.). Similarly, the allelopathic potential 

of  Ipomoea  was described by [17,18] identified Tricol-

orin A as the major phyto-growth inhibitor from the resin 

glycoside mixture of the plants. 

According to references [19] isothiocyanates contained 

in Brassica spp were strong suppressants of germination 

on some tested weed species Spiny sow thistle (Sonchus 

asper  L. Hill), Scentless mayweed (Matricaria inodora 

L.), Smooth pigweed (Amaranthus hybridus L.), Barn-

yard grass (Echinochloa crusgalli L. Beauv.), Black 

grass (Alopecurus myosuroides Huds.) and wheat  crop 

(Triticum aestivum L.). Reference [20] studied the al-

lelopathic effect of black mustard (Brassica nigra L.) on 

germination and seedling growth of wild oat (Avena 

fatua L.); these authors found that germination and radi-

cle length were affected by extracting solutions  and the 

inhibitory effect on germination increased with increas-

ing concentration of extract solution of the fresh plant 

parts.  

Congress grass  (Parthenium hysterophorus L.) was 

found to show allelopathic effect due to the presence of 

parthenin, a sesquiterpene lactone of pseudoguanolide 

nature in various parts of the plant [21-23]. Parthenin is 

known to have specific inhibitory effects on root and 

shoot growth of Crotalaria mucronata L., Cassia tora L., 

Oscimum  basilicum  L.,  Oscimum americanum L. and 

barley (Hordeum vulgare L.) [24,25]. Various phenolic 

compounds identified in Parthenium  (caffeic, vanillic, 

ferulic, chlorogenic and anisic acid) [21,26,27] may be 

responsible for growth reduction of test crops in 

amended soils.   

Reference [28] investigated the allelopathic effects of 

Croton bonplandianum weed on seed germination and 

seedling growth of crop plants (Triticum aestivum L., 



Brassica oleracea var. botrytis L. and Brassica rapa L.) 

and weed plants (Melilotus alba Medik,  Vicia sativa L. 

and Medicago hispida Gaertn). Leaf extract was found to 

be the most allelopathic and growth inhibition effect was 

found to increase with increasing  concentrations of dif-

ferent aqueous extracts.   

Russian knapweed  (Acroptilon repens L.) is a widely 

distributed and problematic weed of the Western United 

State. [29,30] found that the roots of A. repens inhibited 

the root growth of many plants including some weed 

species such as Lactuca sativa,  Medicago sativa,  Echi-

nochloa crusgalli and  Panicum miliaceum by 30% at 

concentrations comparable to those found in the soil sur-

rounding of Arepens plants. Moreover, the germination 

of Agropyron smithii and Bromus marginatus was inhib-

ited by aqueous leaf extracts of A.  repens  at high level 

concentrations, however, according to [31], germination 

was induced by lower concentrations. The objective of 

this study, therefore, is to determine whether Tithonia 



diversifolia can inhibit the growth of weeds growing in 

its surroundings and identify the affected weed species.   



2. Materials and Methods 

The experiment was carried out in the screen house, 

Ladoke Akintola University Technology Ogbomosho, 

Nigeria 


2.1. Collection of Weed Seeds 

Seeds of thirteen weed species were collected from the 

wild in the previous season (2011) from Teaching and 

Research Farm Ogbomoso. The collected weed species 

were: Euphorbia heterophyllaPennisetum polystachion

Bidens pilosa and  Ancanthospermum hispidium. Others 

were  Amaranthus spinosus, Cleome viscosa, Fibristylis 



littoralis, Hyptis suaveolens, Senna occidentalis, Tridax 

procumbens, Digitaria gayana, Panicum maximum and 

Walteria indica

2.2. Collection of Soil Samples 

A plot heavily infested by Tithonia diversifolia was se-

lected for soil sampling for the experiment. The plot was   

Open Access                                                                                           AJPS 



Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species?

 

2167



adjudged heavily infested as a result of this weed consti-

tuting more than 90% of the total identifiable weed spe-

cies. Other weed species present on the plot were Imper-

ata cylindrica, Boerhavia diffusa, and Ageratum cony-

zoides. Non Tithonia infested soil has no T. diversifolia 

growing on it. Soil sampling of the T. diversifolia in-

fested field and Non T, diversifolia infested field was 

done at the depth of 0 - 15 cm of the soil.   



2.3. Soil Processing 

The samples were passed through just three stages of 

processing before being subjected to laboratory analysis: 

1) Crushing; Large soil clods were crushed to facilitate 

drying; 2) Air drying of the soil samples from the two 

different locations separately for a week under a condi-

tion that prevented contamination and finally; 3) Sieving 

of the soil samples through a 2 mm brass sieve. 



2.4. Laboratory Analysis 

The physical and chemical properties of the two soil lo-

cations were determined at the International Institute of 

Tropical Agriculture (IITA), Ibadan, Nigeria. 



2.5. Pot Preparation 

A total of 104 pots were used for the experiment with 52 

pots for each treatment replicated four times. These pots 

were perforated at the base to prevent water logging and 

filled with 2 kg soil each. The pots were laid-out in a 

Completely Randomized Design (CRD). 



2.6. Sowing 

Twenty seeds of each of the test weeds were sown in 

each of the treatments and replicated four times. Pots 

were irrigated every other day to facilitate germination. 

Emergence of young seedlings was observed from two 

weeks after planting (WAP).   



2.7. Data Collection 

Data were collected every week after seedling emergence 

on population of weed seed that emerged in each of the 

soil medium. 



2.8. Statistical Analysis 

The collected data was subjected to Analysis of Variance 

(ANOVA) and means were separated using LSD at 5% 

probability level. The result soil chemical analysis of the 

two locations (Tithonia-infested and Non-Tithonia-infested 

soils were correlated with weed seedling emergence at 6 

WAP to determine the relationship between soil chemical 

parameters and weed seed emergence.   



3. Results 

3.1. Soil Physical and Chemical Parameters 

The result of Physico-chemical parameters of soil in the 

two locations where soil samples were collected is shown 

in  Table 1. From the result, the two soils differed in 

terms of pH and exchangeable acidity, but the level of 

Nitrogen, and Potassium were very close. The pH values 

show that the location with Tithonia diversifolia infesta-

tion was alkaline (8.4) while the location without T. di-



versifolia infestation was acidic (4.9). The T. diversifolia 

infested soil was higher in Ca, Zn and Fe composition 

(4.68, 188.59 and 136.89 ppm) respectively than the lo-

cation without T. diversifolia infestation (1.07, 24.17 and 

84.73 ppm) respectively but lower in Cu composition. 

The sand, silt, and clay composition of these locations 

were the same. 

3.2. Weed Emergence   

The performances of the 13 weed species planted in 



Tithonia infested and Non-Tithonia infested soil are 

shown in Table 2. Amongst the weeds, 69% of the thir-

teen species were broadleaved while the remaining 31% 

were grasses. Out of the weed lot, the growth of A. his-



pidium, B. pilosa E. heterophylla, P. maximum and P. 

polystachion were significantly affected in soil infested 

by  T. diversifolia. The number of weed seedling emer-

gence afore mentioned were significantly lower than 

what was obtained in soil not infested with T. diversifolia 

and this account for about 38% of the tested weed spe-

cies. At 1 WAP A. hispidium, an average of almost five 

(5) plants were recorded in Non-Tithonia infested soil 

while less than one plant (<1) on the average was re-

corded in soil infested with T. diversifolia. This trend 

continued until 6 WAP when 16 seedlings of A. his-



pidium which accounted for 78% of the seeds planted/pot 

were recorded in Non-T. diversifolia infested soil while 

only approximately four seedling of A. hispidium was 

recorded in T. diversifolia infested soil. The same trends 

was observable in the growth pattern of B. pilosa, E. het-

erophylla, P. maximum, P. polystachion and W. indica. It 

was also noted that statistically, the seedling emergence 

of  W. indica in both T. diversifolia infested and Non-T. 

diversifolia infested soil media were not statistically sig-

nificant for 1 WAP and 3 WAP but subsequently signifi-

cant difference were observed. 

The presence of T. diversifolia favoured the germina-

tion and seedling emergence of four of these weeds spe-

cies (23%) and these include A. spinosus, C. viscosa, T. 



procumbens and D. gayana. Throughout the six weeks of 

the experiment, A. spinosus almost have no seedling 

emergence on the average for the six weeks except week 

two when average of two seedlings were recorded but 

these seedlings withered before the end of the experiment   

   


Open Access                                                                                           AJPS 

Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species? 

Open Access                                                                                           AJPS 

2168 

 

Table 1. Physico-chemical properties of the experimental soils. 



Soil Parameters 

Tithonia diversifolia infested soil 

Soil without Tithonia diversifolia infestation 

pH (H


2

O) 8.4 


4.9 

% OC 


0.91 

0.89 


% N 

0.058 


0.065 

P (ppm) 58.395 

16.677 

% SAND 


82 

82 


% SILT 



% CLAY 

11 


11 

Ca (cmol+/Kg) 

4.68 

1.07 


Mg (cmol+/Kg) 0.60 

0.51 


K (cmol+/Kg) 0.38 

0.34 


Na (cmol+/Kg) 0.11 

0.15 


Exchange acidity 

0.00 


1.75 

Zn (ppm) 188.59 

24.17 

Cu (ppm) 1.72 



1.14 

Mn (ppm) 32.55 

43.39 

Fe (ppm) 136.89 



84.73 

 

Table 2. Seedling emergence response of thirteen weed species on T. diversfolia and non-T. diversfolia infested soils for a pe-



riod of six weeks. 

Week 1 


Week 2 

Week 3 


Week 4 

Week 5 


Week 6 

Name of the weed 



TIS NTS LSD  TIS NTS LSD

TIS

NTS

LSD

TIS

NTS

LSD

TIS

NTS  LSD  TIS NTS

LSD

Broadleaves 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

Amaranthus 

spinosus 

1.0 0.0 1.3

NS

 4.0  2.0 1.6



NS

3.5


0.6

1.6


NS

4.0


0.0

2.6


NS

4.0


0.0 2.6

NS

 4.0  0.0



2.6

NS

Ancanthospermum 



hispidum 

0.8 4.8 1.3

*

 0.8 6.5 0.8



*

1.8


8.8

1.3


*

3.3


12.0

1.5


*

3.3


15.3 3.4

*

 3.5 15.5



3.9

*

Bidens pilosa 

0.5 8..0 2.8

*

 0.5 9.8 2.0



*

0.5


13.3

3.5


*

0.8


15.3

2.1


*

1.5


17.3 2.7

*

 1.8 17.8



4.3

*

Cleome viscosa 

2.5 1.0 1.3

*

 4.8 2.3 1.4



*

6.5


4.3

1.3


*

7.8


5.5

0.8


*

10.5


7.8 1.2

*

 12.3  8.8



1.4

*

Euphorbia 



heterophylla 

5.5 10.3 1.5

*

 7.8  12  2.4



*

8 13.5


2.1

*

9.0



15.0

1.3


*

10.3


16.3 2.3

*

 10.5 16.5



2.6

*

Fibristylis littoralis  0.0 0.0 0.0

NS

 0.0  0.0 0.0



NS

0.3


0.8

0.9


NS

0.5


1.3

1.5


0.5

1.3 1.5 0.5 1.3

1.5

Hyptis suaveolens  1.8 3.8 2.6

NS

 3.3  4.0 1.5



NS

5.3


5.8

2.1


NS

5.3


6.5

1.5


NS

5.3


9.0 2.0 5.3 9.0

2.0


Senna occidentalis  0.3 0.5 0.5

NS

 0.5  0.8 0.8



NS

0.5


0.8

0.5


NS

0.8


1.0

0.8


NS

0.8


1.3 0.9

NS

 1.3  1.8



1.6

NS

Tridax procumbens  6.0 0.0 2.6

*

 7.0 0.0 1.8



*

8.5


0.3

5.3


*

8.5


0.5

5.0


*

8.5


0.5 5.0

*

 8.5  0.5



5.0

*

Grasses 

 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

 

 



 

 

 



Digitaria gayana 

6.3 4.3 0.0

*

 7.3 6.0 1.5



NS

8.8


6.5

2.0


*

10.0


7.8

0.8


*

10.5


8.5 2.6

NS

 10.5  8.5



2.6

NS

Panicum maximum  1.0 4.8 2.0

*

 2.5 6.0 2.8



*

3.5


7.0

3.0


*

4.0


12.5

6.7


*

4.0


16.0 9.3

*

 4.0 17.8



8.8

*

Pennisetum 



polysachion 

4.5 5.8 1.2

*

 5.5 7.8 0.8



*

7.0


11.5

0.0


*

8.8


14.5

0.0


*

9.0


15.5 0.0

*

 9.0 15.5



0.0

*

Walteria indica 

0.0 0.5 0.9

NS

 0.0  1.3 2.0



NS

0.5


3.3

3.5


NS

1.0


4.8

2.4


*

1.3


5.5 2.7

*

 1.5  6.3



4.0

*

Key: TIS: T. diversfolia Infested Soil; TNS: Non-T. diversfolia Infested Soil; LSD: Least Significant Difference; NS: Non Significantly different; 



*

Significantly 

Different. 

 

on non-T. diversifolia infested soil. When this result was 



compared to what was obtainable on T. diversifolia in-

fested soil, A. spinosus seed germinated and seedling 

emerged from one (1) at 1 WAP to four seedings be-

tween 4 - 6 WAP. The same observation was made on C. 



viscosa, T. procumbens and  D.gayana;  the number of 

these weed seeds (A. spinosusC. viscosa, T. procumbens 

and D. gayana) that emerged on soil not infested with T. 

diversifolia was significantly lower than the number of 

weed seed that emerged on soil infested with T. diversi-



Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species?

 

2169



folia.  

Germination of Fibristylis littoralis, Hyptis suaveolens 



and Senna occidentalis seeds were generally poor. These 

weed species were not responsive in either T. diversifolia 

infested soil or Non-T. diversifolia infested soil. It was 

observed that the first emergence on Fibristylis littoralis 

pots was noticed on the third week when an average of 

less than one (<1) seedling was recorded in the two soil 

media.  Senna occidentalis has lower germination from 

the first week but did not increase appreciably through-

out the 6 week experimental period.   

Based on the response of weed species to their growth 

in the two media, A. hispidium, B. pilosa,  P. maximum 

and P. polysachion showed the highest response to the T. 



diversifolia infested soil media during the six weeks of 

the study with reduced number of seedling that emerged 

when compared with Non-T. diversifolia infested soil 

(Table 3).  A. hispidium, on infested soil, has as low as 

0.8 plant/pot average seedling during the first week after 

planting and 3.5 plants/pot was recorded at 6 WAP while 

in non-infested soil, 4.8 plants/pot was recorded in first 

weed after planting and was significantly greater than the 

number of seedling recorded at 6 WAP for T. diversifolia 

infested soil. At 6 WAP, an average of 78% (15.5 

plants/pot) of A. hispidium seeds planted in soil not in-

fested with T. diversifolia soil germinated. The same 

trend was observed for B. pilosa,  P. maximum and P. 

polysachion which belong to the category of weed that 

were significantly affected by T. diversifolia infested  

soil. 

Statistically, the mean of seedling recorded at E. het-



erophylla pot was not significant but there a slight dif-

ferential in average number of seedling recorded. For 

example, at 1 WAP, the number of E. heterophylla seed-

ling for both T. diversifolia infested and non T. diversifo-



lia infested soil were 5.5 and 10.3 plants/pot respectively 

and at 6 WAP, the average number of E. heterophylla 

seedlings was 10.5 and 16.5 plants/pot for T. diversifolia 

infested and non T. diversifolia infested soil respectively. 

The seedling emergence of A. spinosus, C. viscosa, T. 

procumbens and D. gayana were not affected by T. di-

versifolia infested soil. Among all the weed seeds planted, 

F. littoralis had average of 0.3 and 0.8 plants/pot in both 

T. diversifolia infested soil and non T. diversifolia in-

fested soil respectively at 3 WAP. There was no emer-

gence of the weed at 1 and 2 WAP. A highest average of 

1.5 plants/pot was recorded on soil not infested soil. 



3.3. Correlation between Weed Seed Emergence   

and Some Selected Soil Chemical   

Parameters 

Correlation between soil physico-chemical parameters 

and weed emergence in the two soil media were shown 

in Tables 4 and 5. The correlation of soil with T. diver-



sifolia infestation and weed emergence showed that only 

two weed species (C. viscosa and F. littoralis) showed 

correlation that was significant (Table 4). It was obvious   

 

Table 3. Rating of thirteen weed species in Tithonia infested soil. 

Score of allelopathic Response o  weeds to Tithonia infested soil 

f

  



          Rating

Species 



High Moderate Low 

Non 


Broadleaves 

 

 



 

 

Amaranthus spinosus 

 

 

 



 

 



Ancanthospermum hispidum 

 



 

 

 



 

Bidens pilosa 

 



 

 

 



 

Cleome viscosa 

 

 



 

 



 

Euphorbia heterophylla 

 



 

 

 



 

Fibristylis littoralis 

 

 



 

 



 

Hyptis suaveolens 

 

 



 

 



 

Senna occidentalis 

 

 



 

 



 

Tridax procumbens 

 

 



 

 



 

Grasses 

 

 



 

 

Digitaria gayana 

 

 

 



 

 



Panicum maximum 

 



 

 

 



 

Pennisetum polysachion 

 



 

 

 



 

Walteria indica 

 



 

 

 



 

*

Key to Rating: High: < 30% of seeds planted/pot in T. diversifolia infested soil germinated by sixth week; Moderate: <50% of the seeds planted/pot in T. 



diversifolia infested soil germinated by sixth week; Low: <75% of the seeds planted/pot in T. diversifolia infested soil germinated by sixth week; Non: Induces 

the growth of the weed seeds.

 

Open Access                                                                                           AJPS 



Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species? 

2170 


Table 4. Pearson correlation coefficients of weed emergence at 6 weeks after planting and chemical parameters in soil under 

Tithonia infested field. 

Weed Species 

Weed Emergence (6 WAP)

pH 


Phosphorus (P) 

Calcium (Ca) 

Zinc (Zn) 

Iron (Fe) 



Amaranthus spinosus 

1.00000 


−0.19612 

−0.03997 

−0.67082 0.32285 0.67082 

 

 

(p = 0.8039)



0.9600 

0.3292 


0.6771 

0.3292 


Ancanthospermum hispidum 

1.00000 0.12105 

−0.34536 

−0.89709 0.23663 0.75907 



 

 0.8790 


0.6546 

0.1029 


0.7634 

0.2409 


Bidens pilosa 

1.00000 


−0.44540 0.29825  0.00000 

0.66777 


0.43529 

 

 0.5546 


0.7018 

1.0000 


0.3322 

0.5647 


Cleome viscosa 

1.00000 0.43611 

−0.62215 

−0.79559 0.74786 0.99449 



 

 0.5639 


0.3778 

0.2044 


0.2521 

0.0055 


Digitaria gayana 

1.00000 0.16013 

0.03263 

0.36515 


−0.75788 

−0.73030


 

 0.8399 


0.9674 

0.6349 


0.2421 

0.2697 


Euphorbia heterophylla 

1.00000 


−0.80064 0.81584  0.73030 

0.16476 


−0.36515

 

 0.1994 


0.1842 

0.2697 


0.8352 

0.6349 


Fibristylis littoralis 

1.00000 


−0.55470 0.73480  0.94868 

−0.51366 

−0.94868

 

 0.4453 


0.2652 

0.0513 


0.4863 

0.0513 


Hyptis suaveolens 

1.00000 0.41812 

−0.42606 

−0.57208 

−0.60229 0.00000 

 

 0.5819 


0.5739 

0.4279 


0.3977 

1.0000 


Panicum maximum 

1.00000 


−0.19612 

−0.03997 

−0.67082 0.32285 0.67082 

 

 0.8039 

0.9600 0.3292 

0.6771 


0.3292 

Pennisetum polysachion 

1.0000 


−0.48954 0.56534  0.80623 

0.35817 


−0.31009

 

 0.5105 


0.4347 

0.1938 


0.6418 

0.6899 


Senna occidentalis 

1.0000 


−0.80064 0.81584  0.73030 

0.16476 


−0.36515

 

 0.1994 


0.1842 

0.2697 


0.8352 

0.6349 


Tridax procumbens 

1.0000 0.00000 

0.00000 

0.31623 


0.85610 

0.31623 


 

 1.0000 


1.0000 

0.6838 


0.1439 

0.6838 


Walteria indica 

1.0000 0.49614 

−0.27806 0.42426 

−0.17867 

−0.42426

 

 0.5039 


0.7219 

0.5757 


0.8213 

0.5757 


 

that there was significant positive correlation between C. 



viscosa and iron (Fe) content of the soil with correlation 

coefficient of 0.99. Moreover, F. littoralis was positively 

correlated to calcium (Ca) 0.95 and negatively correlated 

to Fe with coefficient of −0.95. 

In non T. diversifolia infested soil (Table 5), only two 

weed species showed significant correlation to soil 

chemical properties. C. viscosa was positively correlated 

to pH (0.99) and D. gayana was positively correlated Ca 

(0.95) and Zn (0.95) and negatively correlated to acidity 

(−0.94). The rest were not statistically significant. 



4. Discussion 

The presence of T. diversifolia on arable field could sug-

gest several changes which may be taken place within 

such ecosystem as indicated in this study. From the soil 

analysis carried out on the soil of the two locations (T. 

diversifolia infested soil and Non T. diversifolia infested   

soil), the differential pH in soils from the two locations 

could be one of the factors that affect the germination of 

the weed seeds. References [32] reported that the germi-

nation of Texas weed (Caperonia palustris) increased at 

pH between 4 and 8 and decreasing germination at pH 

levels of 9 and 10. This differential pH could be as a re-

sult of impact of crop architecture of T. diversifolia 

which control the degree of exposure to environmental 

factors like erosion and other weathering activities since 



T. diversifolia is a shade plant. Several of the weed seeds 

introduced in T. diversifolia infested soil were sup-

pressed at varying degrees.   

E. heterophylla showed average susceptibility to 

T.diversifolia  suppression as 50% of its total seeds in-

troduced emerged. Although, it was observed that leaves 

of E. heterophylla appeared to be healthier in T. diversi-

folia infested soil than in soil without T. diversifolia. This 

may however be an indication of stimulatory effect of 

allelopathy. Reference [33] reported that T. diversifolia 

Open Access                                                                                           AJPS 



Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species?

 

2171



 

 

Table 5. Pearson correlation coefficients of weed emergence at 6 weeks after planting and chemical parameters in soil under 

non-Tithonia infested field. 

Weed Species 

Weed Emergence (6 WAP) 

pH 


Phosphorus (P)

Calcium (Ca)  Acidity  Zinc (Zn) Iron (Fe)



Amaranthus spinosus 

− 

− 



− 

− 

 



− 

− 

 

 

− 

− 



− 

 

− 



− 

Ancanthospermum hispidum 

1.00000 0.79982 

0.61280 

−0.54865 0.06820 

−0.57869 0.57869

 

 

(p = 0.2002)



0.3872 

0.4513 


0.9318 

0.4213


0.4213

Bidens pilosa 

1.00000 


−0.87494 

−0.40754 0.27873 

0.22678 

0.32071 −0.53452



 

 0.1251 


0.5925 

0.7213 


0.7732 

0.6793


0.4655

Cleome viscosa 

1.00000 0.99239 

0.59082 

−0.28437 

−0.11066  −0.36515 0.88679

 

 0.0076 


0.4092 

0.7156 


0.8893 

0.6349


0.1132

Digitaria gayana 

1.00000 


−0.13436 

−0.91660 0.94917 

−0.94388 0.95346 −0.57208

 

 0.8656 


0.0834 

0.0508 


0.0561 

0.0465


0.4279

Euphorbia heterophylla 

1.00000 


−0.71316 0.09482  −0.22599 0.67420 

−0.19069 −0.19069



 

 0.2868 


0.9052 

0.7740 


0.3258 

0.8093


0.8093

Fibristylis littoralis 

1.00000 0.24379 

0.61727 

−0.37830 0.51299 

−0.43529 0.72548

 

 0.7562 


0.3827 

0.6217 


0.4870 

0.5647


0.2745

Hyptis suaveolens 

1.00000 0.51419 

−0.03494 0.00000 

−0.44721 0.00000

0.00000

 

 0.4858 


0.9651 

1.0000 


0.5528 

1.0000


1.0000

Panicum maximum 

1.00000 


−0.42959 

−0.21270 0.33279 

0.09608 

0.31704 −0.04529



 

 0.5704 

0.7873 0.6672 

0.9039 


0.6830

0.9547


Pennisetum polysachion 

1.0000 


−0.66631 

−0.23537 0.23080 

0.25820 

0.24343 −0.24343



 

 0.3337 


0.7646 

0.7692 


0.7418 

0.7566


0.7566

Senna occidentalis 

1.0000 


−0.21770 

−0.82714 0.69239 

−0.77460 0.73030 −0.73030

 

 0.7823 


0.1729 

0.3076 


0.2254 

0.2697


0.2697

Tridax procumbens 

1.0000 


−0.66631 

−0.23537 0.23080 

0.25820 

0.24343 −0.24343



 

 0.3337 


0.7646 

0.7692 


0.7418 

0.7566


0.7566

Walteria indica 

1.0000 0.58463 

0.65963 

−0.33177 0.29111 

−0.41169 0.90573

 

 0.4154 


0.3404 

0.6682 


0.7089 

0.5883


0.0943

 

is a potential green manure and organic fertilizer for 

vegetable crops.   

B. pilosa was the most susceptible to T. diversifolia 

suppression out of the selected weed plants as only 5% 

emerged. The result obtained in this study was similar to 

the work of [34] who studied the allelopathic potential of 

aqueous extracts from the aerial part of L. leucocephala 

on  Desmodium purpureum,  B. pilosa and  Amaranthus 



hybridus L and found out that B. pilosa and A. hybridus 

were the most sensitive species to the extract in the bio-

assays. However, some workers have also observed in-

hibitory effects of some plants on other test plants. Ref-

erences [35] reported that Chromolaena odorata contains 

a large amount of allelochemicals especially in the leaves, 

which inhibit the growth of many plants in nurseries and 

plantations. Reference [36] has demonstrated that aque-

ous extract and shoot extract of T. diversifolia was in-

hibitory to the germination and growth of Amaranthus 



cruentus. Similarly, reference [37] has reported that the   

bark, leaf and leaf extract of Quercus glauca and Q. leu-



cotricophora significantly reduced germination, plumule 

and radicle length of wheat (Triticum  sp.) and mustard 

seeds. Earlier investigators have suggested that al-

lelochemicals or toxins are released from the weed by the 

action of micro-organisms during decomposition, which 

may interfere with the plant growth processes [38]. 

This study reveals that weed counts in T. diversifolia 

infested  soil is significantly lower than the ones in soil 

without T. diversifolia infestation. Likewise, the vegeta-

tive growth of some species (A. spinosus, C. viscosa, T. 



procumbens and D. gayana) was improved in this soil. 

This shows that T. diversifolia infested soil contain al-

lelochemicals that performed both stimulatory and in-

hibitory functions.     



5. Conclusion 

It is clear from our discussion that there is immense 

Open Access                                                                                           AJPS 


Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species? 

2172 


prospect of allelopathic mechanism as a weed manage-

ment tool. Impacts of allelopathy on different weed spe-

cies have been identified. In spite of that, some factors 

have to be considered before application of allelochemi-

cals as natural herbicide and such factors include soil 

properties, type of weed species to be controlled and time 

of application of the allelopathic mechanism in control-

ling specific weed species. 



REFERENCES 

[1]


 

S. Aref and D. R. Pike, “Midwest Farmers Perceptions of 

Crop Pest Infestations,” Agronomy Journal, Vol. 90, No. 

6, 1988, pp. 819-825.   

http://dx.doi.org/10.2134/agronj1998.0002196200900006

0013x


     

[2]


 

R. J. Kremer, “Management of Weed Seed Banks with 

Micro-Organisms,”  Ecological Applications, Vol. 3, No. 

1, 1993, pp. 42-52. 

http://dx.doi.org/10.2307/1941791

 

[3]



 

M. An, J. Pratley and T. Haig, “Allelopathy: From Con-

cept to Reality,” Environmental and Analytical Laborato-

ries and Farrer Centre for Conservation Farming, Charles 

Sturt University, Wagga Wagga, 1996. 

[4]


 

A. O. Ayeni, D. T. Lordbanjou and B. A. Majek, “Tithonia 



diversifolia  (Mexicansunflower) in South Western Nige-

ria: Occurrence and Growth Habit,” Weed Research, Vol. 

37, No. 6, 1997, pp. 443-449.   

http://dx.doi.org/10.1046/j.1365-3180.1997.d01-72.x

 

[5]


 

O. S. Olabode, S. A. Babarinde, G. O. Adesina and O. 

Akintayo, “Preliminary Investigation on Allelopathic Po-

tential of Tithonia diversifolia and Tetrapluera tetraptera 

on Millet and Cowpea Seed Germination,” Journal of 

Agriculture, Environment and Biotechnology, Vol. 2, No. 

4, 2009, pp. 393-396. 

[6]

 

O. S. Olabode, G. O. Adesina, S. A. Babarinde and E. O. 



Abioye, “Preliminary Evaluation of Tithonia diversifolia 

(Hemls) A. Gray for Allelopathic Effect on Some Selected 

Crops under Laboratory and Screen House Conditions,” 

The African Journal Plant Science and Biotechnology, 

Vol. 4, No. S1, 2010, pp. 111-113. 

[7]

 

E. L. Rice, “Allelopathy,” 2nd Edition, Academic Press, 



Orlando, 1984, pp. 67-68. 

[8]


 

S.  J.  H.  Rizvi,  M.  Tahir,  V.  Rizvi,  R.  K.  Kohli  and  A. 

Ansari, “Allelopathic Interactions in Agro Forestry Sys-

tems,” Critical Reviews in Plant Sciences, Vol. 18, No. 6, 

1999, pp. 773-779. 

[9]


 

M. Kruse, M. Strandberg and B. Strandberg, “Ecological 

Effects of Allelopathic Plants—A Review,” National En-

vironmental Research Institute—NERI Technical Report 

No. 315, National Environmental Research Institute, Sil- 

keborg, 2000.   

[10]

 

F. Macias, R. M. Varela, A. Torres, R. M. Oliva and J. M. 



G. Molinillo, “Bioactive Noersquiterpenes from Helian-

thus annuus with Potential Allelopathic Activity,” Phy-

tochemistry, Vol. 48, No. 4, 1998, pp. 631-636.   

http://dx.doi.org/10.1016/S0031-9422(97)00995-3

 

[11]


 

F. A. Macías, J. M. G. Molinillo, D. Chinchilla and J. C. 

G. Galindo, “Heliannanes—A Structure-Activity Rela-

tionship (SAR) Study,” In: F. A. Macías, et al., Eds., Al-



lelopathy Chemistry and Mode of Action of Allelochemi-

cals, CRC Press, Boca Raton, 1998, pp. 103-124. 

[12]


 

S.  S.  Narwal,  M.  K.  Sarmah  and  J.  C.  Tamak,  “Allelo-

pathic Strategies for Weed Management in the Rice-Wheat 

Rotation in Northwestern India,” In: M. Olofsdotter, Ed., 



Allelopathy in Rice. Proceedings of the Workshop on Al-

lelopathy in Rice, 25-27 Nov. 1996, Manila (Philippines), 

International Rice Research Institute (IRRI) Press, Manila, 

1998. 

[13]


 

A.  R.  Putnam  and  W.  B.  Duke, “Biological Suppression 

of Weeds Evidence for Allelopathy in Accessions of Cu-

cumber,” Science, Vol. 185, No. 4148, 1974, pp. 370-372.   

http://dx.doi.org/10.1126/science.185.4148.370

 

[14]



 

H. Kato-Noguchi, T. Ino, N. Sata and S. Yamamura, “Iso-

lation and Identification of a Potent Allelopathic Sub-

stance in Rice Root Exudates,” Physiologia Plantarum, 

Vol. 115, No. 3, 2002, pp. 401-405.   

http://dx.doi.org/10.1034/j.1399-3054.2002.1150310.x

 

[15]


 

H. Kato-Noguchi, “Isolation and Identification of an Al-

lelopathic Substance in Pisum sativum,” Phytochemistry

Vol. 62, No. 7, 2003, pp. 1141-1144.   

http://dx.doi.org/10.1016/S0031-9422(02)00673-8

 

[16]



 

J. A. Caamal-Maldonado, J. J. Jiménez-Osornio, A. Torres- 

Barragán and A. L. Anaya, “The Use of Allelopathic 

Legume Cover and Mulch Species for Weed Control in 

Cropping Systems,” Agronomy Journal, Vol. 93, No. 1, 

2001, pp. 27-36.   

http://dx.doi.org/10.2134/agronj2001.93127x

 

[17]



 

A. L. Anaya, M. R. Calera, R. Mata and R. Pereda- 

Miranda, “Allelopathic Potential of Compounds Isolated 

from  Ipomoea tricolor Cav. (Convolvulaceae),” Journal 



of Chemical Ecology, Vol. 16, No. 7, 1990, pp. 2145- 

2152. 


http://dx.doi.org/10.1007/BF01026926

 

[18]


 

R. Pereda-Miranda, R. Mata, A. L. Anaya, J. M. Pezzuto, 

D. B. M. Wickramaratne and A. D. Kinghorn, “Tricolorin 

A, Major Phytogrowth Inhibitor from Ipomoea Tricolor,” 



Journal of Natural Products, Vol. 56, No. 4, 1993, pp. 

571-582. 

http://dx.doi.org/10.1021/np50094a018

 

[19]



 

J. Petersen, R. Belz, F. Walker and K. Hurle, “Weed Sup-

pression by Release of Isothiocyanates from Turnip-Rape 

Mulch,” Agronomy Journal, Vol. 93, No. 1, 2001, pp. 37- 

43. 

http://dx.doi.org/10.2134/agronj2001.93137x



 

[20]


 

M. A. Turk and A. M. Tawaha, “Allelopathic Effect of 

Black Mustard (Brassica nigra L.) on Germination and 

Growth of Wild Oat (Avena fatua L.),” Crop Protection

Vol. 22, No. 4, 2003, pp. 673-677.   

http://dx.doi.org/10.1016/S0261-2194(02)00241-7

 

[21]


 

S. D. Kanchan and Jayachandra, “Allelopathic Effects of 



Parthenium hysterophorus L. IV. Identification of In-

hibitors,” Plant and Soil, Vol. 55, No. 1, 1980, pp. 67-75.   

http://dx.doi.org/10.1007/BF02149710

 

[22]



 

R. K. Kohli, D. Rani and R. C. Verma, “A Mathematical 

Model to Predict Tissue Response to Parthenin—An Al-

lelochemical,” Biologia Plantarum, Vol. 35, No. 4, 1993, 

pp. 567-576. 

http://dx.doi.org/10.1007/BF02928034

 

[23]


 

J.  R.  De  la  Fuente,  M.  L.  Uriburu, G. Burton and V. E. 

Open Access                                                                                           AJPS 


Does Soil under Natural Tithonia diversifolia Vegetation Inhibit Seed Germination of Weed Species?

 

Open Access                                                                                           AJPS 



2173

Sosa, “Sesquiterpene Lactone Variability in Parthenium 



hysterophorus L.,” Phytochemistry, Vol. 55, No. 7, 2000, 

pp. 769-772.   

http://dx.doi.org/10.1016/S0031-9422(00)00288-0

 

[24]



 

S. N. Khosla and S. N. Sobti, “Parthenin-A National 

Health Hazard, Its Control and Utility—A Review,” Pes-

ticides, Vol. 13, 1979, pp. 21-27. 

[25]


 

S. N. Khosla and S. N. Sobti, “Effective Control of 



Parthenium hysterophorus L.,” Pesticides, Vol. 15, 1981, 

pp. 18-19.   

[26]

 

S. D. Kanchan, “Growth inhibitors from Parthenium hys-



terophorus  Linn,”  Current Science, Vol. 44, 1975, pp. 

358-359. 

[27]

 

S. D. Kanchan and Jayachandra, “Allelopathic Effects of 



Partheniu hysterophorus L. II. Leaching of Inhibitors 

from Aerial Vegetative Parts,” Plant and Soil, Vol. 55, 

No. 1, 1980, pp. 61-66.   

http://dx.doi.org/10.1007/BF02149709

 

[28]


 

S. Sisodia and M. B. Siddiqui, “Allelopathic Effect by 

Aqueous Extracts of Different Parts of Croton bonplan-

dianum Baill. On Some Crop and Weed Plants,” Journal 

of Agricultural Extension and Rural Development, Vol. 2, 

No. 1, 2010, pp. 22-28. 

[29]

 

D. M. Maddox, A. Mayfield and N. H. Poritz, “Distribu-



tion of Yellow Star Thistle (Centaurea solstitialis) and 

Russian Knapweed (Centaurea repens),”  Weed Science

Vol. 33, No. 3, 1985, pp. 315-327. 

[30]


 

R. J. Stevens, “Evaluation of the Sulphur Status of Some 

Grasses for Silage in Northern Ireland,” Journal of Agri-

cultural Science, Vol. 105, No. 3, 1985, pp. 581-585.   

http://dx.doi.org/10.1017/S0021859600059475

 

[31]


 

K. G. Beck and D. E. Hanson, “Rangeland Grass Seed 

Germination and Mycorrhizal Fungi Affected by Russian 

Knapweed Aqueous Extracts,” In: Proceedings of the 



Knapweed Symposium, Montana State University, Boze-

man, 1989, p. 204. 

[32]

 

C. H. Koger, D. H. Poston, R. M. Hayes and R. F. Mont-



gomery, “Glyphosate-Resistant Horseweed (Conyza cana-

densis) in Mississippi,” Weed Technology, Vol. 18, No. 3, 

2004, pp. 820-825.   

http://dx.doi.org/10.1614/WT-03-218R

 

[33]



 

U. R. Sangakkara, W. Richner, M. K. Schneider and P. 

Stamp, “Impact of Intercropping Beans (Phaseolus vul-

garis) and Sun Hemp (Cotalaria  juncea) on Growth, 

Yields and Nitrogen Uptake of Maize (Zea mays) Grown 

in the Humid Tropics during the Minor Rainy Season,” 

Maydica, Vol. 48, 2003, pp. 233-239. 

[34]


 

E. J. Solteiro Pires, J. A. Tenreiro Machado and P. B. de 

Moura Oliveira, “An Evolutionary Approach to Robot 

Structure and Trajectory Optimization,” ICAR’01-10th 



International Conference on Advanced Robotics, Buda-

pest, 22-25 August 2001, pp. 333-338. 

[35]

 

J.  M.  O.  Eze  and  L.  S.  Gill,  “Chromolaena odorata—A 



Problematic Weed,” Compositae Newsletter, Vol. 20, 

1992, pp. 14-18. 

[36]

 

O. O. Otusanya, O. J. Ilori and A. A. Adelusi, “Allelo-



pathic Effect of Tithonia diversifolia (Hemsl.) A. Gray on 

Germination and Growth of Amaranthus cruentus,” Re-



search Journal of Environmental Sciences, Vol. 1, No. 6, 

2007, pp. 285-293.   

http://dx.doi.org/10.3923/rjes.2007.285.293

 

[37]


 

B. P. Bhatt, D. S. Chauhan and P. Todaria, “Effect of 

Weed Leachate on Germination and Radicle Extension of 

Some Food Crops,” Indian Journal of Plant Physiology

Vol. 36, 1994, pp. 170-177. 

[38]


 

T. M. McCalla and F. A. Haskins, “Phytotoxic Substances 

from Oil Microorganism and Crop Residues,” Bacteriol-

ogy Reviews, Vol. 28, No. 4, 1964, pp. 181-207. 

 

 




Yüklə 373,06 Kb.

Dostları ilə paylaş:




Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©azkurs.org 2020
rəhbərliyinə müraciət

    Ana səhifə