Vfz 314 Protozooloji Dersi Uygulama Kitapçığı 2013 Öğrencinin; Adı Soyadı : Numarası



Yüklə 302,5 Kb.
səhifə1/3
tarix06.05.2017
ölçüsü302,5 Kb.
  1   2   3


VFZ 314

Protozooloji Dersi Uygulama Kitapçığı

2013

Öğrencinin;

Adı Soyadı :

Numarası :


Uygulamanın adı

Protozoonların teşhis metodları I

Yapılacağı hafta

1

Uygulamanın hedefi

Protozooloji uygulamaları öncesinde bu alanla ilgili teşhis metotlarının öğrenilmesi

Kullanılacak materyal ve malzemenin adı

Natif muayane malzemeleri, flotayon malzemeleri, dışkı ve kan boyamada kullanılan malzemeler, mikroskop

Gerekli olan güvenlik uygulamaları

Genel hijyen ve laboratuar kurallarına uymak



UYGULAMA BİLGİSİ


DİREKT MUAYENE TEKNİKLERİ
1.Dışkı Muayenesi

A. Makroskobik dışkı muayenesi:

Dışkının kıvamı, rengi, miktarı ve yapısı incelenir. Dışkının kanlı, mukuslu, sulu-ishalli veya katı olup olmadığına bakılır. Dışkı örneklerinde çıplak gözle görülebilen protozoon türü olmamasına karşın, dışkının kıvamı, rengi, kokusu ve kanlı olup olmaması sindirim sisteminde yerleşen bazı protozoonlar dan (Ör. Eimeria spp., Cryptosporidium spp., Giardia ve Entamoebe gibi) şüphelenmeye olanak sağlar.




  1. Kalitatif dışkı muayenesi:

Mikroskobik muayenede dışkıda bulunabilen sindirim sistemine yerleşen protozoonlar aranır. Bu amaçla natif muayene, zenginleştirme metotları (flotasyon, sedimentasyon gibi) ve dışkı boyama yöntemleri kullanılır.
1- Natif (Direk )Muayene:

Buna basit teknik ismi de verilmektedir. Bu yöntemde küçük bir parça dışkı alınarak lam üzerine konulur. Üzerine bir damla fizyolojik tuzlu su (%0,9 NaCl) ilave edilerek karıştırılıp üzerine lamel kapatılıp mikroskop altında incelenir. Bu teknikte su yerine fizyolojik tuzlu su kullanılması oldukça frajil olan protozoal trophozoitlerin ozmotik basıç değişimlerine bağlı lize olmasını engeller. Bu metotta çok az miktarda dışkı örneği incelendiğinden dolayı negatif sonuçlar enfeksiyonun olmadığını göstermezken, pozitif sonuç güvenilir olup enfensiyon varlığına işaret etmektedir. Natif muyenenin bir diğer avantajı da taze dışkı örneklerinde amiplerin ve flagellalı protozoonların teşhisine olanak vermesidir.




  1. Zenginleştirme Metodları:

Bu tekniklerin prensibi, yoğunluğu fazla olan yüzdürme sıvıları veya çöktürme sıvıları kullanılarak oocystleri bir arada toplayarak mikroskop altında kolayca görülmesini sağlamaktır. Yüzdürme sıvısı olarak doymuş tuzlu su, yoğun çinko sülfat veya çinko klorür solüsyonları kullanılabilir. Doymuş tuzlu su hazırlanmasında 1 litre suya 360 gr NaCl ilave edilir ve sıvının dansitesi 1,2 olur. Yoğun çinko sülfat solüsyonu 1 litre suya 703 gr ZnSO4.H2O eklenerek, çinko klorür solüsyonu ise 1 litre suya 436 gr ZnCl2 ilave edilerek hazırlanır. Her iki sıvınında dansitesi 1,3 olmalıdır.



    1. Flotasyon Yöntemi ile Oocystlerin Yoğunlaştırılması:

Bu teknik yüzdürme prensibine dayanarak protozoon oocystlerinin yoğunlaştırıp belirlenmesine dayanır
a.1. Fulleborn Doymuş tuzlusu flotasyon tekniği-Kapta Flotasyon

Ceviz büyüklüğünde büyük hayvan (at, sığır) veya 3-4 kozalak küçük hayvan (koyun-keçi) dışkısı çapı 6-7 cm, yüksekliği 4-5 cm olan bir kaba alınır. Üzerine kabın yarısına kadar olacak şekilde bir miktar doymuş tuzlu sıvı ilave edilip homojen hale getirilir. Hazırlanan karışım aynı özellikte başka bir kaba süzülür. Dışkı kabının ağzına yaklaşık 1 cm mesafe kalacak şekilde üzerine doymuş tuzlu su ilave edilir. Üzerine yüzeye paralel, yüzecek şekilde iki lamel bırakılır ve yaklaşık 20 dakika sonra bırakılan lamel düz ağızlı bir pens yardımıyla sarsmadan ve alt yüzeyinde oluşan damla düşürülmeden alınarak bir lam üzerine yerleştirilir. Preparat mikroskopta incelenir. Helmint yumurtaları 10X büyütmede aranır ve 40X büyütmeli objektifle incelenir.


a.2. Santrifüjle flotasyon tekniği-Tüpte Flotasyon

Fındık büyüklüğünde dışkı parçası alınıp havan veya bir kapta doymuş tuzlu su ile ezilir. Üzerine hacminin 10 katı kadar yüzdürücü sıvıdan ilave edilir ve bir sanrifüj tüpüne huni ve çay süzgeci yardımıyla süzülür. Tüp 2000 devir/dakika’da helmint yumurtaları için 3-5 dakika santrifüje edilir. Daha sonra bir öze yardımıyla tüp yüzeyinden bir damla sıvı alınıp lama konur ve üzerine lamel kapatılıp mikroskopta incelenir.

Diğer bir teknikte ise santrifüj tüpü ağzına kadar yüzdürücü sıvı ile doldurulur ve arada hava boşluğu veya hava kabarcığı kalmayacak şekilde bir selofan band yapıştırılarak tüp ağzı kapatılır. Santrifüj işleminden sonra selofan band yapışıcı iki ucundan açılarak ıslak tarafı alta gelecek şekilde bir lam üzerine yapıştırılır ve mikroskopta incelenir.


    1. Sedimentasyon Yöntemi ile Oocystlerin Aranması:

Bu teknikler büyük ve ağır olan trematod yumurtaları aranmasında kullanılır.
b.1. Modifiye Benedek sedimentasyon tekniği

Yaklaşık 6 gr kadar sığır veya 3 gr kadar koyun-keçi dışkısı bir kap içinde 60-100 ml çeşme suyu ile karıştırılarak homojen hale getirilir. Elde edilen karışım delik genişliği 250–300 mikronluk bir elek ya da çay süzgeci yardımıyla 250 ml’lik bir behere veya bir cam kavanoza süzülür. Beher ağzına kadar çeşme suyu ile doldurulur ve yaklaşık 10-15 dakika beklenir. Sonra dipteki tortu oynatılmaksızın ve dipte 1 cm yükseklikte sıvı kalacak şekilde üst kısım dökülür. Bu işlem üstte kalan sıvı berraklaşıncaya kadar birkaç kez tekrar edilir. Sonuçta dipte kalan tortu bir petri kutusuna konulup üzerine bitki parçalarını maviye boyayıp helmint yumurtalarının daha kolay görülmesini sağlamak için birkaç damla % 1’lik metilen mavisi ilave edilir. Alttan aydınlatmalı stereo mikroskopta veya şaryosu çıkarılmış ışık mikroskobunda 10X objektifle incelenir.



b.2. Petri kutusunda sedimentasyon

Bir dışkı kabına 3 gr kadar dışkı konur. Üzerine çeşme suyu ilave edilerek bir bagetle iyice karıştırılarak ezilir. Karışım bir süzgeçle petri kutusuna süzülerek 15 dakika beklenir. Bu sürenin sonunda üstteki sıvı kısım dökülür. Tortu koyu olursa bu işlem bir-iki kez tekrarlanır. Sonunda dipteki tortu bir önceki metotta olduğu gibi mikroskopta incelenir.


b.3. Teleman metodu

İnsan, maymun ve karnivor dışkısı gibi yağlı dışkıların muayenesinde uygulanan bir sedimentasyon metodudur. İncelenecek dışkının çeşitli yerlerinden mercimek tanesi büyüklüğünde 5-6 parça alınarak bir deney tüpüne konur. Üzerine 4-6 ml çeşme suyu ilave edilerek iyice ezilir. Bunun üzerine tüpteki karışım kadar % 18’lik HCl ve yine aynı miktar eter ilave edilerek iyice karıştırılır. Karışım bir santrifüj tüpüne süzülür, 1500-2000 devir/dakikada 1-2 dakika santrifüje edilir. Bu esnada tüpte üç tabaka oluşur. En üstte yağları eriten eter tabakası, ortada proteinleri eriten asit tabakası, altta su tabakası ve en dipte de helmint yumurtalarının bulunduğu tortu vardır. Üstteki tabakalar bir pipet yardımıyla dipteki tortu oynatılmadan uzaklaştırılır. Tortu hafifçe karıştırılarak alınan 1-2 damla lam üzerine konur ve lamel kapatılarak mikroskopta sistematik bir şekilde incelenir.




  1. Eimeria Oocystlerinin Kültüre Edilerek Sporlandırılması:

Bu yöntem Eimeria türlerinin ayırıcı teşhisinin yapılmasında kullanılmaktadır. Bir miktar dışkı örneği yada yoğunlaştırılmış oocystler %1’lik potasyum dikromat solüsyonu ile karıştır. Daha sonra karışım derin olmayan petri kutusuna konulur. Oocystlerin sporlanması için yüksek oranda oksijene ihtiyaç vardır, bu yüzden karışım oksijenin difuz edebileceği kadar derin olmalı, bununla birlikte sıvının buharlaşıp kurumamasınada dikkat edilmelidir. Eğer gerekli görülürse içerisine potasyum dikromat ilavesi yapılabilir. Oocystlerin sporlanması oda ısısında genelde iki ila dört günde tamamlanmaktadır, ancak bazı türlerin sporlanması için haftalar gerekebilir. Sporlandırma esnasında petri kutusu rutin olarak (günde bir kez) kontrol edilmeli ve sporlanma tamamlandıktan sonra incelemleri yapılmalıdır.
C- Kantitatif Dışkı Muayenesi:

Bu yöntem dışkıda görülen oocyst yada kist sayısının ve dolaylı olarak enfeksiyon şiddetinin belirlenmesinde kullanılır. Kısaca, bir miktar dışkı örneği alınarak tartılır. Daha sonra 1 gr dışkıya 15 ml su gelecek şekilde hesap edilir ve su içerisinde iyice karıştırılır. Karışımdan 0,3 ml alınarak MacMaster lamı içerisine konur ve eşit hacimde sukroz solüsyonu ile karıştırılır. Protozoon oocystleri bu sıvı içerisinde yüzerek lamın boşluğunun alt yüzeyinde toplanır. Bu yolla 0,02 gr dışkıda bulunan bütün yumurtalar bir araya toplanır ve sayımları yapılır. Sayım sonucunda çıkan rakam 50 ile çarpılarak bir gram dışkıdaki yaklaşık yumurta miktarı belirlenir. Dilüsyon yöntemi ile yapılan bu sayım enfeksiyonun düşük yoğunluklarda olduğu durumlarda çok gerçekçi sonuç verememektedir. Bu gibi durumlarda kullanılan dışkı miktarı artırılarak (10 grama kadar dışkı kullanılabilir) dışkı konsantrasyonu arttırılabilir.



D-Dışkı Boyama Teknikleri:

İntestinal protozoal trophozoitleri, kist ve oocystlerin teşhisinde kullanılan bir yöntemdir. Özellikle porotozoonların daha iyi görülebilmesi ve ayrıcı teşhislerde kolaylık sağlaması açısından geliştirilmiştir. Bu işlem için; lam, lamel ve dışkı örneği gereklidir. Dışkı kıvamlı ise fizyolojik tuzlu su ile sulandırılır. Genelde en az iki örnek hazırlanması istenir. Bu sayede bir örnek iyot ile boyanabilir. Yayma preparatlarda dışkı kalınlığı çok olmamalıdır. Lam altına konulan yazılar üstten görülebilmeli ve okunabilmelidir. Boyama işlemi yapıldıktan sonra preparat sistematik olarak incelenmelidir. Bu amaçla preparatın bir köşesinden başlanıp incelenen mikroskop alanları birbirine çakışacak şekilde ve kesintisiz olarak son kısma kadar sürdürülmelidir.


1.Trikrom Boyama:

Hızlı ve kolay yapılabilen bir tekniktir. Bu boyama ile intestinal protozoalar, insan hücreleri, mayalar ya da diğer maddeler uniform boyanır. Taze dışkı bir lam üzerine yayma froti şeklinde hazırlanır, tespit edilir (Schaudinn’in fiksatifi veya SAF=sodyum asetat-asetik asit-formalin kullanılarak) ve oda ısısında kurutulur. Daha sonra %70 etanol’de 5 dakika bekletilir, sonra bu solüsyon içerisine iodine konularak bir dakika daha bekletilir. Bunu takiben tekrara %70 etanol içinde iki seri şeklinde 5 ve 3 dakika bekletilir. Daha sonra trikrom boya içerisine konularak 10 dakika boyanır. Fazla boya %90 etanol + asetik asit ile uzaklaştırılır (1-3 saniye). Örnek, %100 etanol içerisinde birkaç defa durulanır. Durulama sonrasında iki kademeli olarak %100 etanole konur (her birir 3 dakika). İki kademeli ksilene konur (her biri 10 dakika) ve uygun lamel ile preparat kapatılarak x100 objektifte mikroskopta incelenir. Uygun şekilde boyanmış örneklerde protazoon trophozoitlerinin sitoplazması mavimsi yeşil ya da morumsu renklerde görünür. Kistler daha mor boyanırlar. Çekirdek ve diğer yapılar mora kaçan kırmızı renkte, arka plan ise yeşildir ve iyi bir renk zıtlığı oluşur.


2.Giemsa Boyama:

Bu yöntem kan muayenesi kısmında ayrıntılı olarak anlatılacaktır (bkz. 2. Kan Muayenesi).


3.Karbol-fuksin ile hızlı Boyama:

Bu yöntem hızlı ve çabuk sonuç almak gerektiğinde kullanılan bir yöntemdir, ancak duyarlılığı düşüktür. Şüpheli dışkıdan bir miktar alınarak lam üzerine konulur. Cam baget ile bir miktar (yaklaşık eşit miktarda) carbol fuchsin alınır ve lam üzerindeki dışkı ile karıştırılıp preparat kurutulur (çok beklenmez). Kurumuş preparatın üzerine immersion yağı damlatılıp lamel kapatılır. Örnek 10x ve 40x’te incelenir. Hazırlanan preparatlar ilk 30 dk içinde incelenmelidir. Yoksa etkenler mikroskopta görülemeyebilir.


4.Kinyonun Asit-fast Boyaması:

Bu boyama metodu Isospora, Cryptosporidium, Cyclospora gibi coccidian parazitlerin teşhisinde kullanılır. Taze dışkı örneğinden veya yoğunlaşma sonrası elde edilip formolde saklanmış sedimentten yaymalar hazırlayıp kurumaya bırakılır. Yaymalar saf methanol (metil alkol) içinde 1 dk fiske edip oda ısısında kurutulur. Lamlar Kinyoun Karbol Fuchsin içeren şalede 5 dk boyanır. Daha sonra lamlar %50 ethanolde (veya saf etanol) batırılıp çalkalanır ve hemen musluk suyunda yıkanır.

Bunu takiben lamlar dekolarizan ajan olarak %1’lik akköz sülfirik asit (H2SO4) içeren şalede 2 dk bekletilir (süre önemli!) ve tekrar musluk suyunda yıkanır. Son olarak lamlar Loeffer’in metilen mavisinde 3 dk bekletildikten sonra musluk suyu ile yıkayıp kurumaya bırakılır. Lamların üzerine immersion yağı damlatıp 100’lük objektifte inceleyiniz.

Loeffer’in metilen mavisinin hazırlanışı; 0.3 g metilen mavisini 30 ml etil alkolde eritilir. Daha sonra 100 ml %0.01 KOH solüsyonunu bu karışıma eklenir. Hazırlanan solüsyon ihtiyaç duyana dek saklanabilir.

Kinyonun karbol-fuksin boyasının hazırlanışı; 4 g fuchsin 20 ml %95 etil alkolde eritilir. Fenol kristalleri 560C’lik sıcak su banyosunda eritilir. 8 ml erimiş fenol ile alkol-fuksin karışımını 100 ml distile suya eklenip güneş almayan bir ortamda 1-2 gün bekletilir. Solüsyon süzülüp (sargı bezini veya gazlı bezi iki kat yapabilirsiniz) ihtiyacınız duyana dek saklanır.


  1. Kan Muayenesi

Kan sadece kanda yaşayan parazit, protozoon ve riketsiya türlerinin teşhisi için kullanılan bir materyal olmayıp aynı zamanda birçok hastalıkta kan elementlerinde meydana gelen değişimlerin incelenerek kesin veya ayırıcı tanıya götürmede yardımcı olan hayati öneme sahip bir sıvıdır.

Hayvanlardan az miktarda kan almak için, kulak ve kuyruk ucu kullanılır. Genel traş ve temizlik sonrasında, bölge makas yardımı ile çok küçük kesilerek kanatılır. Kanama esnasında kuyruk ucu ya da kulak sıkıştırılmaz. Eğer sıkıştırma yapılırsa kan ile doku arası sıvı birbirine karışarak, kanı sulandırır ve değerlerini değiştirir. Kan almada kullanılan malzemelerin steril olması şarttır. Değişik amaçlara yönelik fazla miktarda kan alınması gerektiğinde ise venöz kan kullanılmaktadır. Hayvanlardan kan almada kullanılan iki farklı bölge kullanılmaktadır. Koyun, keçi, sığır, at ve eşeklerde en yaygın kan alma bölgesi boyun venasıdır. Tavşanlarda kulak, tavuklarda kanat venalarından veya direkt kalpten kan alınmaktadır. Kedi ve köpeklerde ise ön veya arka bacak venaları tercih edilmektedir.

Kana almak için vena üzerine uygulanacak hafif bir basınç ile kan akışı yavaşlatılarak damarın dolup şişmesi sağlanır. Damarın yeri palpasyonla tam olarak tespit edilir. Tespit edilen damara steril bir iğne ile tek hamlede girilmelidir. Damara giren iğnenin ucu yan durmalı ve damar cidarına temas ederek tıkanması engellenmelidir. Kan alımının holder adı verilen plastik malzeme ve vakumlu tüplerle yapılması kontaminasyon riskini azaltmakta ve kan alma işlemini kolaylaştırmaktadır. Yeterli kan alındıktan sonra, öncelikle damar üzerindeki basınç kaldırılır daha sonra iğne çıkartılır. Alkollü bir pamuk kısa süreli bölge üzerinde hafif basınç yaparak tutulur.

Kan örneği direkt canlıdan alınmalıdır, ancak yeni ölmüş olan hayvanlardan kan pıhtılaşmadan öncede örnek alınabilir. Kanda aranacak etkenin görülme oranı (parazitemi), parazit türüne göre farklılıklar gösteriri. Bu nedenle 8-12 saat arayla 2-3 gün süreyle kan alınarak birden fazla froti yapılması tavsiye edilir.

Kan örnekleri ile laboratuarda veya dışarıda çalışırken genel temizlik ve güvenlik kurallarına uyulmalıdır. Koruyucu eldiven ve laboratuar önlüğü giyilmeli, ellerde veya vücutta açık yara veya ezikler varsa kapatılmalıdır. İğne, lanset gibi malzemler sadece bir kez kullanılmalı ve kullanımdan sonra uygun çöp kutusuna atılmalıdır. Çalışma sonrasında eldivenler çıkarılıp, eller mutlaka yıkanmalı, laboratuar temizliği ve dekonteminasyonu (%70 etanol ya da %10 Na-hipoklorit ile) yapılmalıdır.
Kılcal (perifer-kapillar) Kan İncelenmesi;

Temiz bir lam alınarak bir kenarına cam kalemi ya da buzlu lamlarda kurşun kalem ile hasta adı veya numarası, yaşı, cinsiyeti ve tarih yazılır. Kan alınacak bölge (kuyruk ya da kulak ucu) alkol ile temizlenir ve kuruması beklenir. Bir makas ya da iğne ucu ile uç kısım hafifçe kanatılır ve ilk damla kan lam üzerine konulur. Lam üzerindeki kan kalın damla ya da yayma froti şeklinde hazırlanarak oda ısısında kurutulur. Daha sonra uygun şeklide boyanarak mikroskop altında incelenir. Eğer uygun bir laboratuar yoksa kurutulan lam bir peçete kâğıdına dikkatlice sarılarak inceleme için en yakın laboratuara en kısa sürede gönderilmelidir.




    1. . Venöz Kan İncelenmesi;

Kan alınacak bölgedeki (uygun ven bölgesi) kıllar makas yardımıyla kesilir ve alkol ile temizlenip kuruması beklenir. Steril malzemeler kullanılarak uygun şekilde ilgili bölgenin venasından anti koagulanlı tüpler (EDTA, Heparin ya da Sitrat’lı tüpler) içerisine kan alındıktan sonra permanent kalem ile hasta adı veya numarası, yaşı, cinsiyeti ve tarih yazılır. Mümkün olan en kısa zamanda laboratuara getirilen kandan bir damla alınarak temiz lam üzerine (üzerinde hayvana ait bilgilerin yazıldığı) konulup kalın damla ya da yayma froti şeklinde hazırlanarak oda ısısında kurutulur. Eğer kan örneğinin bir gün bekletilmesi gerekiyorsa mutlaka kapalı, soğutuculu kutularında saklanması gereklidir.


    1. . Kan Örneklerinin Boyanması;

Giemsa Boyama: Kan parazitlerinin aranmasında ve boyanmasında yaygın olarak kullanılan bir yöntemdir. Kalın damla yöntemiyle hazırlanmış frotiler ya da yayma frotiler havada (oda ısısında) kurutulduktan sonra absolut metanol içerisinde 5 dakika boyunca tespit edilir. Süre sonunda froti tekrar havada kurutulur ve hazırlanmış olan giemsa boya solüsyonu içerisinde 35 dakika boyunca boyamaya bırakılır. Boyama işleminin bitiminde preparat boya solüsyonu içerisinden çıkartılarak hafif akan çeşme suyu altında fazla boyalarından arındırıldıktan sonra tekrar havada kuramaya bırakılır. Froti tamamen kuruduktan sonra immersiyon yağı damlatılıp mikroskop altında x100 objektifte incelenir.
NOT: Giemsa boya solüsyonunun hazırlanışı; Giemsa stok solüsyonunun (Merck) 1:20 oranında sulandırılmış şeklidir. Hazırlanmasında distile ya da deiyanize su kullanılması bayamanın kalitesini artırır. Bu amaçla 100 ml’lik mezür içerisine 95 ml distile su konulur, bunun üzerine puor yardımıyla 5 ml giemsa stok solüsyonu damla damla mezürün kenarından akacak şekilde eklenir. Daha sonra mezür hafif şekilde, çalkalamadan dairesel hareketlerle karıştırılıp bir şale içerisine konulur. Hazırlanan boyama solüsyonunun taze olması boyanma kalitesi yönünden önemlidir.
May-Grünwald Boyama: Froti hazırlanır. Boya alkol içerdiği için tespit etmek gerekmez. Kanlı kısım yukarıda kalacak şekilde boyama köprüsüne yerleştirilir. May-grünwald boyadan froti üzerini tamamen kaplayacak şekilde boya konulur. Boyama işlemi üç dakikada tamamlanır. Froti üzerindeki boya dökülüp saf su içinde bir dakika bekletilir. Daha sonra froti havada kurutulur ve immersiyon yağı damlatılıp mikroskopta x100 objektifte incelenir.
Leishman Boyama: Bu boyama yöntemi, hem kan hem de dokulardan yapılan preparatları incelemek için kullanılır. Boyanın hazırlanmasında 0,2 gram Leishman boyası 100 ml metil alkol içerisinde karıştırılarak tamamen eritilir. Örneğin ayrıca tespit edilmesine gerek yoktur. Boyanacak froti boyama köprüsüne yerleştirilir, hazırlanmış boyadan üzerine 6–7 damla eklenerek 30–60 saniye boyanır (fazla beklenirse boya çökelti oluşturur. Süre sonunda boya miktarının iki katı (12–14 damla) distile su preparat üzerine eklenir ve 5–10 dakika beklenir. Daha sonra preparat üzerindeki boya dökülür ve distile su ile dolu şale içerisine daldırılıp yıkanır. Havada kurutulup x100 objektifte incelenir.


  1. Diğer Tanı Materyalleri

Kan ve dışkı haricinde protozonların teşhiste kullanılan çeşitli tanı materyalleri şunlardır;

Duodenal Materyal: Gerekli durumlarda giardiosis enfeksiyonunun saptanmasında kullanılabilen bir yöntemdir. Endoskobi ile hastalardan alınan 0,5–3 ml duodenum aspirasyon sıvıları direkt olarak laboratuarda incelenebilir.

Ürogenital Materyal: Trichomonas vaginalis, T.foetus gibi ürogenital sistemde görülen protozoal trophozoitlerin tanısında kullanılmaktadır. Bu amaçla akıntı örnekleri ya da swaplar kullanılabilir.

Balgam Sıvısı: Pneumocystis carnii başta olmak üzere, Entamoeba histolytica, E.gingivalis, Trichomonas tenax, Cryptosporidum parvum etkenlerinin tespitinde baş vurulbilen bir yöntemdir. İyi bir örnek almak için sabah erken saatlerde materyal alınır ve hastanın ağzı önce hidrojen peroksit ile yıkanır daha sonra aşağı solunum yollarından gelen materyal alınmalıdır. Alınan materyal laboratuara kapalı kapaklı tüplerde ve acil olarak iletilmelidir. Balgam örneklerinin alınmasında mukolitik ajanların kullanılması özellikler hayvanlarda örneğin alınabilmesi açısından fayda sağlayabilir.



Aspirasyon Meteryalleri: Birçok enfeksiyonlarda etkenlerin rutin teknikler kullanılarak görülemediği durumlarda aspirasyon materyallerinin incelenmesi önem taşımaktadır. Amiblerin değerlendirilmesi için, amip apselerinden ve daha önemlisis apsenin etrafından alınan aspirasyon materyalinin değerlendirilmesi önemlidir. Giardia intestinalis ve Cyrptosporidium parvum’undeğerlendirilmesinde alınan duodenal sıvı hazırlanan nativ ve boyalı preparatlarda incelenmelidir. Leishmania amastigotları ile Theileria şizontlarının değerlendirilmesinde alınan lenf aspiratları, yine Leishmania, Trypanasoma cruzi amastigotları ile Plasmodium türlerinin değerlendirilmesinde alınan kemik iliği aspirasyon sıvılarının gieamsa ile boyanarak incelenmesi önemlidir. Leishmania donovani, trypanasoma gambiensei Tryp, rhodasiense tanısı için lenf bezleri, kemik iliği ve dalaktan alınan aspirasyon materyali tanıda önemlidir. Serbest yaşayan patojen amiplerden Naegleria fowleri, Acantomoeba türleri, Afrika trypanasoma etkenleri (T.B.gambiemse, T.b. rhodesiense) tanısında beyin-omurlilk sıvısı (BOS) kullanılabilir.

Biposi Materyali: Dokularda yaşayan etkenlerin tanısında biopsi materyali kullanılabilir. Bu amaçla deri, kas, kornea, barsak, karaciğer, akciğer ve beyinden alınan biopsi parçaları önce direkt inceleme veya boyama için ezme veya baskı şeklinde yayma preparatlar hazırlanarak uygun bayam yöntemleri ile boyanarak incelenir. Primer ve sekonder amebiosis, Trypanasomiasis, Chagas, Toxoplasmosis, Sarcosporidiosis, Sıtma, Leismaniosis, Theileriosis gibi protazoal hastalıkların teşhisinde sıkça başvurulan bir yöntemdir. Lenf örnekleri boyanarak incelenir. Köpeklerde Visceral Leismaniosis’in teşhisinde popliteal lenf yumrusu, karaciğer veya dalaktan alınan biyopsi örnekleri tanıda büyük fayda sağlar. Sığırlarda Theileriosis’in erken dönemde teşhisinde şişkin lenf yumrularından hazırlanan frotilerin önemi büyüktür.


  1. Doku ve Hücre Kültürü ile Etkenlerin Belirlenmesi

Bu yöntemde kan ve dokularda yaşayan etkenlerin uygun yöntemler (kan, biopsi vb.) ile izole edildikten sonra konak vücudunda yaşamalarına olanak verecek benzeri bir ortam (besi yeri) içerisinde üretilmeleridir. Hastalıkların (Leishmaniosis, theileriosis, babesiosis vb.) teşhisinde de kullanılan bir yöntem olmasına karşı oldukça zahmetli, uzun zaman alan ve özel ekipmanlar gerektiren bir yöntemdir.


  1. Protozoonların Organlara Göre Dağılımı

Parazitler, hayat döngüleri sırasında, konakçıların farklı organ ve dokularında yerleşirler. Bu yerleşim yerleri birçok parazit türü için özeldir. Bu sayede, parazititn yerleştiği doku veya organ temel alınarak, bazı parazit türleri direkt olarak teşhis edilebilmektedir. Ancak, bu özellik tüm parazit türleri için geçerli değildir. Özellikle boyut olarak oldukça küçük olan (4–60 mikrometre) protozoon türleri göz önüne alındığında organlarda bu parazitlerin görülmeleri mümkün olmamakta, bununla beraber incelenen organlara oluşan birtakım özgün ya da patognomonik lezyonlar ile teşhise gidilebilmektedir. Farklı doku ve organlarda görülebilen protozoon türlerine ait Tablo 1’de verilmiştir.

Kontrol Edenin Adı-Soyadı:

Uygulama Haftası:

Tarih:


İmza:



Yüklə 302,5 Kb.

Dostları ilə paylaş:
  1   2   3




Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©azkurs.org 2020
rəhbərliyinə müraciət

    Ana səhifə