Стресс и протеолитические ферменты лизосом гусакова е. А.*, Городецкая и. В



Yüklə 395,39 Kb.
Pdf görüntüsü
tarix04.04.2020
ölçüsü395,39 Kb.
#30756
СТРЕСС И ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ
СТРЕСС И ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ, СТРЕСС И ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ

15

ВЕСТНИК ВГМУ, 2012, ТОМ 11, №4

© ГУСАКОВА Е.А., ГОРОДЕЦКАЯ И.В., 2012

СТРЕСС  И  ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ  ФЕРМЕНТЫ  ЛИЗОСОМ

ГУСАКОВА Е.А.*, ГОРОДЕЦКАЯ И.В.**

УО «Витебский государственный ордена Дружбы народов медицинский университет»,

кафедра общей и физколлоидной химии,*

кафедра нормальной физиологии**

Резюме. Проведен анализ данных литературы с целью выявления особенностей изменения активно-

сти протеолитических ферментов лизосом при стрессе и установления его механизмов.

Обнаружено, что при действии различных раздражителей наблюдается, как правило, повышение ак-

тивности протеиназ, выраженность которого имеет тканевую специфичность и зависит от вида стрессора.

Механизмами влияния стрессоров на активность протеолитических ферментов являются: 1) сниже-

ние стабильности мембран лизосом; 2) подавление активности ингибиторов протеолитических ферментов; 

3) нарушение структуры и функционального состояния печени; 4) активация процессов ПОЛ.

Ключевые слова:

 стресс, протеолитические ферменты лизосом.

Abstract. 

The  analysis  of  literature  data  was  made  to  reveal  the  influence  exerted  by  stressors  impact  on  the 

activity of lysosomal proteases. It has been found that the action of various stimuli  generally leads to the increase of 

protease activity, the severity of which is tissue specific and depends on the stressor type.

Mechanisms of stressors influence on the activity of proteolytic enzymes are: 1) reduction of lysosomal membranes 

stability, 2) suppression of protease inhibitors, 3) disturbance of the structure and functional state of the liver, and 4) the 

activation of lipid peroxidation.

Ж

изнь  и  деятельность  современно-



го  человека  связана  с  постоян-

ным воздействием экстремальных 

факторов,  которое  сопровождается  нега-

тивными  эмоциями,  перенапряжением  пси-

хических  функций.  Поэтому  потребность 

в  открытии  новых  способов  повышения 

устойчивости  организма  к  стрессу  значи-

тельно  возросла.  Перспективным  направ-

лением  таких  исследований  является  уста-

новление механизмов регуляции активности 

протеолитических ферментов лизосом с уче-

том доказанного значения стимуляции про-

теолиза в генезе стрессорной альтерации [1] 

для его целенаправленной коррекции.

Cостояние,  связанное  с  увеличением 

активности  протеолитических  процессов, 

может  сдвигать  динамическое  равновесие 

протеаиназы/ингибиторы в организме в сто-

рону протеолитических ферментов. 

Исследования последних лет показали, 

что  изменение  этого  баланса  является  фак-

тором  развития  многих  видов  патологии 

[2,  3],  усугубляет  стрессорные  нарушения 

и имеет системные последствия [4]. Однако 

особенности  лизосомальной  дисфункции, 

Адрес  для  корреспонденции:

  210023,  г.Витебск, 

пр-т  Фрунзе,  27,  Витебский  государственный  ордена 

Дружбы  народов  медицинский  университет,  кафедра 

нормальной физиологии. Тел.: 8 (0212) 37-07-54, 24-08-

92 – Городецкая И.В.


16

вызываемой  действием  различных  раздра-

жителей, и механизмы ее возникновения до 

сих пор не установлены.

Цель  работы  –  проанализировать 

влияние,  оказываемое  воздействием  стрес-

соров  на  активность  лизосомальных  про-

теолитических  ферментов,  и  раскрыть  его 

механизмы.

Большинство  исследователей  при 

стрессе  в  крови  находили  возрастание  ак-

тивности ферментов лизосом, прежде всего 

протеолитических,  участвующих  не  только 

в  полной  деструкции  белков,  в  том  числе 

и матричных [5], но и в ограниченном про-

теолизе [6]. Увеличение активности протеи-

наз  наблюдалось  при  стрессах,  вызванных: 

хирургической  операцией  [7],  геморрагией 

[8], ожогом [9, 10], а также облучением [11]. 

Интенсивная  травматизация  (животные 

подвергались  многочисленным  ударам  во 

вращающемся барабане) приводила к значи-

тельному повышению интенсивности проте-

олиза в крови как неадаптированных, так и 

резистентных к травме крыс. При этом вели-

чина протеолитической активности крови в 

обеих группах изменялась прямо пропорци-

онально интенсивности травматизации [12].

Охлаждение  (помещение  крыс  в  ём-

кости  с  водой  при  t  5°С)  сопровождалось 

увеличением  свободной  и  относительной 

свободной  активности  кислых  катепсинов 

(D и B) в печени, выраженное в различной 

степени у устойчивых и неустойчивых к хо-

лоду животных. Так, при охлаждении в те-

чение 1 часа 20 минут у устойчивых к холоду 

крыс по сравнению с неустойчивыми отно-

сительная свободная активность кислых ка-

тепсинов уменьшалась в 1,4 раза, а в течение 

2 часов 40 минут – в 1,24 раза [13].

У  нетренированных  крыс  физиче-

ская нагрузка (бег на тредмиле в течение 5 

дней)  вызывала  существенное  увеличение 

активности  бета-глюкуронидазы,  бета-N-

ацетилглюкозоаминидазы,  арилсульфата-

зы,  рибонуклеазы,  дезоксирибонуклеазы, 

катепсинов  Д  и  С  в  поперечно-полосатых 

мышечных  волокнах,  особенно  –  в  крас-

ных.  Тренировка  животных  повышала 

активность  цитратсинтазы,  бета-глюку-

ронидазы  и  катепсина  D  в  обоих  ти-

пах  волокон,  а  арилсульфатазы,  бета-N-

ацетилглюкозоаминидазы  и  катепсина  С 

– только в красных. Истощающая нагрузка 

(в течение 5 дней) вызывала чрезмерную ак-

тивацию  лизосомальной  системы  мышеч-

ных волокон, приводящую к их некрозу [14]. 

Активность  лизосомальных  ферментов  в 

скелетных  мышцах  мышей  (ацилсульфата-

зы, катепсинов С и Д, бета-глюкуронидазы) 

при беге на тредмиле в течение 4 – 9 часов 

также увеличивалась – в 4 – 5 раз [15].

Многие  авторы  при  стрессе  наблю-

дали  возрастание  активности  сериновых 

протеиназ,  прежде  всего  трипсина.  Гипер-

трипсинемия  представляет  собой  неспец-

ифическую  реакцию  организма  на  раз-

личные  стрессовые  воздействия.  Так,  при 

гипертермии (воздействие t 50°С в течение 

1 часа) активность трипсина в крови крыс 

увеличивалась  в  9,2  раза,  при  физической 

нагрузке (принудительное плавание в тече-

ние 60 минут) – в 7 раз, при иммобилизации 

(в течение 1 часа) – в 8,6 раза, при механи-

ческой травме (компрессия коленных суста-

вов) – в 15,4 раза, при наложении турнике-

тов на оба бедра (в течение 1 часа) – в 10,4 

раза,  при  анафилактическом  шоке  (через 

час после внутрибрюшинного введения ку-

риного белка) – в 8 раз, при ожоге (погру-

жение задних конечностей в кипящую воду 

на 5 секунд) – в 12,4 раза. При турникетном 

(лапаротомия  и  окклюзия  воротной  вены 

на 30 минут), эндотоксиновом (внутрибрю-

шинное  введение  пирогенала  20мкг/100г), 

адреналиновом  (внутримышечное  введе-

ние адреналина в дозе 0,1мг/100г) и гемор-

рагическом  (дозированное  кровопускание 

в объеме 2,5% массы тела) стрессах актив-

ность фермента возрастала в 10,7; 13,3; 19,4 

и 11,2 раза соответственно [16].

Однако  некоторые  исследователи  от-

мечали снижение трипсинподобной протео-

литической активности в крови при стрессе, 

например, вызванном перегреванием крыс (t 

40 – 42°С) в течение 30 и 60 минут – на 21% и 

64% соответственно [17].

Стресс  также  оказывает  влияние  и  на 

изменение  активности  карбоксильных  (ка-

тепсин Д и другие) и цистеиновых (катепси-

ны B, H, L, C и другие) протеиназ.

СТРЕСС, ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ



17

ВЕСТНИК ВГМУ, 2012, ТОМ 11, №4

Активность  катепсина  Д  в  органах 

и  тканях  при  различных  стрессовых  воз-

действиях  изменяется  неоднозначно.  Так, 

острый  стресс  вызывал  активацию  катали-

тической  функции  этого  фермента  в  серд-

це. Но период после стресса сопровождался 

последовательным  уменьшением  скорости 

протеолиза,  что  можно  объяснить,  вероят-

но, изменением конформации фермента [18].

После  физической  нагрузки  (бег  в 

тредмиле со скоростью 34 метров/минуту по 

40 минут в течение 10 дней) активность ка-

тепсина Д в икроножной мышце возрастала 

на 61%, в камбаловидной – на 66% [5]. В из-

менении содержания катепсина D в скелет-

ной  и  сердечной  мышцах  при  нагрузке  на-

блюдались возрастные особенности: ходьба 

по  беговой  дорожке  продолжительностью 

8 часов с двумя 15 минутными перерывами 

вызывала  у  молодых  крыс  увеличение  ак-

тивности фермента на 5% и 70%, тогда как 

у старых – только на 3% и 14% соответствен-

но.  Физические  упражнения  повышали  ак-

тивность катепсина D в скелетных мышцах 

больше, чем в сердечной мышце. Упражне-

ния вызывали более заметный лизосомаль-

ный ответ у молодых, чем у стареющих мы-

шей [19].

Разнонаправленное  действие  стрессо-

ров  на  активность  катепсина  D  в  мышцах 

крыс  наблюдалось  при  иммобилизации  с 

электрической  стимуляцией  от  одной  до 

трех  недель.  Так,  в  камбаловидной  мыш-

це  активность  фермента  не  изменялась,  а  в 

икроножной и переднеберцовой – возраста-

ла [20].


Увеличение  активности  цистеино-

вых  протеиназ  при  стрессе  было  отмечено 

в работах ряда авторов. При ожоге 15-20% 

площади  тела  возрастала  активность  ка-

тепсинов B, Н, L, C в крови крыс [10]. При 

плавании крыс по 2 часа в течение 10 дней 

наблюдалось  повышение  активности  ка-

тепсинов L и H в сером веществе головного 

мозга и мозжечке. Это указывает на измене-

ние лизосомального аппарата и определяет 

особенности  развития  общего  адаптацион-

ного синдрома [21]. При физической нагруз-

ке (ходьба крыс по беговой дорожке в тече-

ние 5 и 10 дней) было отмечено увеличение 

активности  катепсина  С  в  четырехглавой 

мышце  бедра  [14].  Также  при  физической 

нагрузке (тест «принудительного плавания» 

в  течение  2  часов)  повышалась  активность 

катепсина  L  в  ткани  сердца  крыс  [22].  При 

черепно-мозговой травме в головном мозге 

возрастала активность катепсина В [23].

Следовательно,  при  действии  различ-

ных  раздражителей  наблюдается,  как  пра-

вило,  повышение  активности  протеолити-

ческих  ферментов,  выраженность  которого 

имеет тканевую специфичность и зависит от 

вида стрессора, а также от возраста живот-

ных.


Возможными  механизмами  воздей-

ствия  стрессоров  на  активность  протеиназ 

могут являться их влияние на:

1) проницаемость мембран лизосом;

2)  активность  ингибиторов  протеоли-

тических ферментов;

3) структуру и функциональное состо-

яние печени;

4) интенсивность перекисного окисле-

ния липидов (ПОЛ).



1. Действие на проницаемость 

лизосомальных мембран

Установлено, что одной из причин на-

рушения  функций  организма  при  действии 

различных  раздражителей  является  сниже-

ние стабильности мембран лизосом, приво-

дящее к клеточной гибели [24].

Повышение  проницаемости  мембран 

лизосом наблюдалось при действии стрессо-

ров различной этиологии [25, 26].

Охлаждение  (помещение  в  ёмкости  с 

водой при t 5°С) неустойчивых к холоду крыс 

в  течение  1  часа  20  минут  сопровождалось 

значительным  увеличением  относительной 

свободной активности лизосомальных фер-

ментов  печени  (помимо  вышеотмеченных 

кислых  катепсинов):  кислой  фосфатазы  –  в 

1,3  раза  по  сравнению  с  интактными  жи-

вотными.  По  сравнению  с  устойчивыми  к 

холоду  крысами  у  неустойчивых  к  холоду 

возрастала относительная свободная актив-

ность b-галактозидазы – в 1,5 раза и ДНК-

азы – в 1,3 раза. У устойчивых к холоду крыс 

при той же длительности охлаждения, пока-


18

затели как общей, так и свободной и относи-

тельной свободной активности лизосомных 

ферментов  печени  не  отличались  от  кон-

троля. При гипотермии в течение 2 часов 30 

минут  у  неустойчивых  к  холоду  животных 

повышалась  свободная  и  относительная 

свободная активность лизосомных фермен-

тов.  У  крыс,  устойчивых  к  холоду,  возрас-

тали  только  показатели  относительной 

свободной  активности  b-галактозидазы  и 

ДНК-азы. У неустойчивых к холоду живот-

ных по сравнению с устойчивыми увеличи-

валась относительная свободная активность 

b-галактозидазы  –  в  1,2  раза,  ДНК-азы  –  в 

1,1 раза, кислых катепсинов – 1,2 раза. При 

охлаждении в течение 2 часов 40 минут от-

носительная свободная активность лизосом-

ных ферментов печени у крыс, устойчивых к 

холоду, не отличалась от контроля. У крыс, 

неустойчивых  к  холоду,  повышалась  от-

носительная  свободная  активность  кислой 

фосфатазы.  Общая  активность  ферментов 

лизосом  оставалась  постоянной  или  изме-

нялась в меньшей степени. Повышение сво-

бодной  и  относительной  свободной  актив-

ности  ферментов  лизосом  свидетельствует 

об увеличении проницаемости лизосомаль-

ных  мембран  печени,  вызванном  стрессом. 

Данный эффект неодинаков у крыс с различ-

ной устойчивостью к холоду – устойчивые к 

холоду животные отличаются от неустойчи-

вых более низкой проницаемостью мембран 

лизосом не только при охлаждении, но и в 

состоянии нормотермии [13].

Краш-синдром  (сдавливание  мягких 

тканей  задних  конечностей  крыс  в  течение 

120  минут)  сопровождался  нарушением 

функционального  состояния  лизосом  серд-

ца, печени и почек, проявляющимся в сниже-

нии  стабильности  их  мембран.  Увеличение 

неседиментируемой активности лизосомных 

гидролаз в большей степени наблюдалось в 

печени, в меньшей – в сердце и почках [27]. 

Увеличение  проницаемости  и  поврежде-

ние мембран лизосом было обнаружено и в 

коже человека при воздействии УФ излуче-

ния [28]. Данные факторы являются одними 

из  стимулов,  вызывающих  окислительный 

стресс  и  свободно-радикальное  поврежде-

ние,  которые  играют  основную  роль  в  ги-

бели клеток, индуцированной дисфункцией 

лизосом [26].

2. Влияние на активность ингибиторов 

протеолитических ферментов

Известно,  что  эндогенные  ингибито-

ры  являются  одним  из  факторов,  контро-

лирующих  активность  протеиназ,  наряду 

с  пространственной  разобщенностью  фер-

мента и субстрата, синтезом протеолитиче-

ских ферментов в форме неактивных пред-

шественников [29].

У  разных  видов  животных  основны-

ми ингибиторами протеиназ плазмы крови 

являются α2-макроглобулин (α2-МГ) и α1-

антитрипсин (α1-АТ) [30, 31].

α2-МГ принадлежит к белкам острой 

фазы,  способен  ингибировать  все  извест-

ные  классы  пептидаз.  Является  высокомо-

лекулярным гликопротеином крови (моле-

кулярная масса 720000 дальтон). Молекула 

α2-МГ  состоит  из  4  идентичных  субъеди-

ниц, ковалентно связанных в пары дисуль-

фидными  связями.  α2-МГ  образует  с  про-

теазами комплексы, которые удаляются из 

крови  в  течение  2  минут,  поэтому  актив-

ность этого фермента в сыворотке опреде-

ляет ее ингибиторные возможности.

α1-АТ  –  кислотонеустойчивый  инги-

битор,  также  относится  к  белкам  острой 

фазы.  Молекулярная  масса  составляет 

54000  дальтон.  Период  полураспада  α1-

АТ в организме – от 4 до 6 дней. Функци-

ональная роль этого фактора определяется 

способностью ингибировать активность се-

риновых протеиназ. Обеспечивает 90% ан-

титриптической активности плазмы крови. 

Контролирует  состояние  свертывающей 

и  фибринолитической  систем,  иммунных 

реакций, синтез и распад биологически ак-

тивных белков, пептидов, гормонов. 

При действии стрессоров наблюдают-

ся  разнонаправленные  изменения  активно-

сти ингибиторов протеиназ. Так, при облу-

чении,  вызванном  гамма-излучением,  было 

отмечено  возрастание  активности  α1-АТ  в 

крови  крыс  [11].  Кратковременное  интен-

сивное  перегревание  также  повышало  ак-

тивность α1-АТ в крови [32]. В тоже время, 

СТРЕСС, ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ



19

ВЕСТНИК ВГМУ, 2012, ТОМ 11, №4

другие  авторы  не  обнаружили  изменения 

активности α1-АТ в плазме крови крыс при 

нагревании (t 35°С в течение 180 минут) [33]. 

При  общей  управляемой  гипертермии  (ра-

зогревание крыс до уровня ректальной тем-

пературы 43,5°С при погружении в горячую 

воду с t 45°С) минимальное значение α1-АТ 

в  крови  наблюдалось  через  5  часов,  а  мак-

симальное – на 3 сутки. В лимфе активность 

α1-АТ была существенно повышена на про-

тяжении всего эксперимента [34].

Активность  α2-МГ  в  крови  крыс  уве-

личивалась при гипотермии (t 0°С в течение 

60, 180 и 360 минут), особенно через 60 мин 

после начала охлаждения. Через 180 минут 

активность  α2-МГ  была  повышена  на  40% 

[33]. В тоже время, гамма-излучение вызыва-

ло уменьшение активности α2-МГ [35].

При  гипертермии  (t  40  –  42°С)  актив-

ность  α1-АТ  в  крови  крыс  не  изменялась 

после 30 минут и снижалась на 22% через 60 

минут. Изменения активности α2-МГ в этих 

условиях  были  двухфазными:  повышение  – 

на 12% через 30 минут и уменьшение – на 23% 

через 60 минут [17]. При турникетном шоке в 

крови пациента происходило уменьшение ак-

тивности α2-МГ и увеличение активности α1-

АТ  [36].  При  стрессе,  вызванном  действием 

чужеродных начал или повреждением тканей 

(стресс  эндогенного  происхождения),  кон-

центрация  ингибиторов  протеиназ  в  крови 

резко увеличивалась [31], что может быть свя-

зано с повышением их синтеза, как это было 

обнаружено в печени крыс и мышей [30]. При 

заболеваниях или травмах у человека (и у не-

которых животных) значительно увеличива-

лось содержание α1-АТ в крови, в то время 

как уровень α2-МГ возрастал несущественно 

или уменьшался [31]. 

Следовательно,  при  действии  стрес-

соров  различной  природы  происходит  из-

менение  активности  эндогенных  ингибито-

ров  протеиназ,  направленность  и  величина 

которого зависят от фазы стресс-реакции и 

вида стрессового воздействия.

Известно, что биосинтез α2-МГ и α1-

АТ происходит, в основном, в печени. Поэ-

тому одной из причин изменения активности 

протеиназ  в  крови  может  быть  нарушение 

пластической функции этого органа.



3. Воздействие на структуру 

и функции печени

В силу своих функциональных и мор-

фологических особенностей указанный ор-

ган является объектом поражения при дей-

ствии стрессоров различной природы.

Так,  установлено,  что  острый  стресс 

вызывает  выраженные  деструктивные  из-

менения  гепатоцитов.  При  гипертермии  у 

крыс (t 42°С в течение 30 минут) обнаруже-

но увеличение объема ядер на 26% и цито-

плазмы на 64% в перипортальной и в цен-

тролобулярной  зонах  ацинуса  и  снижение 

этих  показателей  в  перивенулярной  зоне, 

а  также  повышение  количества  погибших 

гепатоцитов на 11%, в большей мере в пе-

ривенулярной зоне, возрастание числа дву-

ядерных гепатоцитов до 22% [37].

При  стрессе  ограничения  подвижно-

сти (6-часовая иммобилизация крыс) было 

отмечено  появление  зон  гидропической 

дистрофии,  уменьшение  количества  нор-

мальных клеток и содержание коллагена в 

ткани печени [38].

Увеличение  объемной  доли  клеток 

в  состоянии  дистрофии  (в  12,6  раза)  после 

указанного  воздействия  было  показано  и 

другими  авторами  [39],  обнаружившими  и 

постстрессовую динамику таких изменений. 

В период времени до 3 суток после иммоби-

лизации  возрастало  число  мелких  и  боль-

ших  гепатоцитов,  уменьшалась  объемная 

доля  средних  и  двуядерных  клеток.  После 

3  суток  этот  показатель,  напротив,  повы-

шался. Начиная с 5 суток, увеличивалось и 

количество  гепатоцитов  средних  размеров, 

что говорит об активации процесса диффе-

ренцировки клеток. Число двуядерных кле-

ток возрастало при быстром снижении доли 

мелких и больших клеток. Т.е. стабилизация 

процессов разрушения и появление призна-

ков восстановления начинались с 5 суток. С 

7  по  14  сутки  наступала  фаза  резистентно-

сти, характеризующаяся репарацией ультра-

структуры печени. Тем не менее, к оконча-

нию эксперимента (14 сутки) объемная доля 

дистрофически  измененных  гепатоцитов 

превышала группу контроля в 2,4 раза.


20

Другие авторы также отмечали дина-

мику  альтерации  и  восстановления  струк-

туры  печени  –  при  иммобилизационном 

стрессе у крыс максимальное повреждение 

наблюдалось  в  конце  стадии  тревоги,  а  в 

стадию  резистентности  паренхима  восста-

навливалась  в  3  раза  быстрее,  чем  строма 

[40].

Через 39 часов после окончания иммо-



билизации крыс, продолжавшейся в течение 

6  часов,  в  паренхиме  печени  наблюдались 

множественные  очаги  некроза  (их  доля  со-

ставляла  75%  объема  ткани).  В  сохранив-

шихся клетках были отмечены выраженные 

дистрофические  изменения  (в  основном, 

баллонная  дистрофия).  Число  двуядерных 

гепатоцитов  сокращалось  в  2  раза.  Возле 

очагов  некроза  появлялись  мелкие  клетки. 

Это  говорит  о  разрушении  зрелых  гепато-

цитов к концу стадии тревоги и об активном 

размножении  оставшихся  клеток,  которые 

восстанавливали  разрушенную  паренхиму. 

Через 96 часов после окончания иммобили-

зации в паренхиме печени отмечались более 

явные  признаки  репарации:  объемная  доля 

очагов некроза снижалась в 1,2 раза, вокруг 

них  появлялись  новообразованные  гепато-

циты, количество двуядерных клеток увели-

чилось почти до исходного уровня [41].

При агрессивной встрече самцов крыс 

(в  течение  3  часов)  был  обнаружен  некроз 

единичных гепатоцитов на периферии пече-

ночной  дольки  через  3  часа  после  экспери-

мента. После 8 часов – появлялись большие 

некротические  области,  которые  наблюда-

лись у трех из пяти животных [42].

Одни авторы отмечали появление ин-

фильтрации  паренхимы  при  стрессе  (агрес-

сивная  встреча  самцов  крыс  в  течение  3 

часов) [42], а также периваскулярной лейко-

цитарной  инфильтрации  (6-часовая  иммо-

билизация крыс) [41]. Другие исследователи, 

напротив,  не  наблюдали  таких  изменений 

(иммобилизация крыс в течение 6 часов) [39].

Также значительным нарушениям при 

стрессе подвергается система кровообраще-

ния  печени.  При  термическом  ожоге  (воз-

действие тепла на участок кожи крыс в по-

ясничной области диаметром 2 см в течение 

5  секунд)  были  зарегистрированы  дистро-

фические  изменения  структуры  эндотелио-

цитов лимфатических капилляров и сосудов 

портальных  трактов  –  вакуолизация  цито-

плазмы, снижение концентрации цитоплаз-

матических органелл и микропиноцитозных 

везикул,  появление  открытых  контактов 

между эндотелиальными клетками, а также 

некроз эндотелиоцитов кровеносных капил-

ляров  [43].  Некоторые  авторы  отмечали  в 

печени  венозное  полнокровие,  расширение 

синусоидных капилляров и увеличение объ-

емной  доли  сосудистого  русла  (в  1,5  раза) 

(6-часовая  иммобилизация  крыс)  [41],  при-

знаки  разрушения  гемато-лимфатического 

барьера, нарушения крово- и лимфообраще-

ния (нагревание крыс до ректальной темпе-

ратуры  43,5°С)  [44].  Другие  исследователи 

не наблюдали изменений со стороны крово-

обращения в печени (иммобилизация крыс в 

течение 6 часов) [39].

При  гипертермии  (воздействие  t  42°С 

в  течение  30  минут)  у  крыс  увеличивалась 

объемная  плотность  лизосом  в  печени,  а 

их численная плотность снижалась на 12%, 

происходило  уменьшение  объемной  и  по-

верхностной плотности митохондрий [37].

Острый  стресс  вызывал  также  усиле-

ние  аутофагоцитоза.  Такие  изменения  от-

мечались  у  крыс  при  введении  кортизола, 

резерпина, голодании, перерезке спинного 

мозга,  погружении  в  горячую  воду,  при-

нудительной  мышечной  работе  во  враща-

ющемся  барабане,  действии  холода  [45],  а 

также  при  инъекции  мышам  адреналина, 

глюкагона и кортизола [46].

Наиболее  выраженные  изменения  в 

печени развивались при действии хрониче-

ских стрессовых факторов. Повреждение и 

разрушение  гепатоцитов  обнаружено  при 

действии постоянного магнитного поля на 

крыс (по 6 часов с индукцией 100 мТл в те-

чение 7 дней) [47], облучении мышей (в те-

чение 4, 10 и 21 дня) [48], гипертермии (воз-

действие t 38°C на крыс по 4 часа в течение 

2-8 дней [49] и нагревание животных дваж-

ды через 24 часа до достижения ректальной 

температуры 41°С и продолжение теплово-

го воздействия в течение 30 минут [50]), им-

мобилизации крыс (по 6 часов в течение 14 

суток) [39].

СТРЕСС, ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ



21

ВЕСТНИК ВГМУ, 2012, ТОМ 11, №4

Следствием  разрушения  клеток  пече-

ни  в  условиях  действия  различных  стрес-

соров  является  повышение  активности  в 

крови  аланинаминотрансферазы  и  аспар-

татаминотрансферазы  –  важнейших  пока-

зателей  тяжести  поражения  печени.  Такое 

увеличение было обнаружено при действии 

внешнего облучения и радионуклидов у по-

страдавших  после  аварии  на  ЧАЭС  [51],  а 

также при гипертермии у крыс (t 40 – 42°С в 

течение 30 и 60 минут) [52].

После  длительного  воздействия  экс-

тремальных факторов Антарктиды на крыс 

в  течение  7  –  45  суток  наблюдалась  про-

странственная реорганизация клеток пече-

ни (разобщенность органелл) [53].

Также при хроническом стрессе в пе-

чени были отмечены и другие структурные 

и функциональные нарушения: деструкция 

и  нарушение  барьерной  функции  эндоте-

лиальных  клеток  капилляров  (действие 

постоянного  магнитного  поля  на  крыс  с 

индукцией 100 мТл по 6 часов в течение 7 

дней) [47], возрастание полнокровия органа 

и лейкоцитарная инфильтрация (6-часовая 

иммобилизация  крыс  в  течение  14  суток) 

[39],  усиление  аутофагоцитоза  (облучение 

мышей в течение 4, 10, 21 дней) [48].

Выраженность  вызванных  стрессом 

структурных преобразований в печени пря-

мопропорционально зависит от силы стрес-

сора. Так, показано ее нарастание при уве-

личении  силы  температурных  воздействий 

(гипертермия t 40, 42, 44 и 46°C в течение 20 

минут). При более низких температурах (40 

или  42°C)  тепловой  стресс  способствовал 

пролиферации  гепатоцитов,  повышал  эф-

фективность метаболизма в печени мышей, 

но при этом наблюдались некроз и апоптоз 

гепатоцитов. При более высоких температу-

рах (44 или 46°C) некротические и апоптоти-

ческие  изменения  увеличивались,  а  проли-

феративные процессы подавлялись [54].

При изучении морфологических изме-

нений в печени при стрессе были отмечены 

и  возрастные  различия.  Так,  после  гипер-

термии  (нагревание  животных  дважды  че-

рез 24 часа до достижения ректальной тем-

пературы  41°С  и  продолжение  теплового 

воздействия  в  течение  30  минут)  у  старых 

крыс  обнаруживались  более  значительные 

изменения  структуры  органа.  Через  2  и  6 

часов  после  стресса  у  молодых  животных 

наблюдались  клеточная  вакуолизация  и 

небольшое  синусоидальное  расширение,  у 

старых крыс эти изменения были более вы-

раженными.  Самые  значительные  пораже-

ния  печени  у  молодых  крыс  наблюдались 

через 12 часов, которые характеризовались 

умеренными изменениями и после 24 часов 

переходили в легкую форму. В группе ста-

рых  животных  через  12  часов  наблюдался 

тяжелый  уровень  повреждений,  который 

после  24  часов  еще  больше  увеличивался 

(инфильтрация  моноцитов,  вакуолизация 

цитоплазмы  гепатоцитов  и  обширный  не-

кроз во всех зонах печени) [50].

Вызванные  воздействием  стрессоров 

нарушения  ультраструктуры  печени  могут 

быть связаны: во-первых, с усилением окис-

лительного стресса [50]; во-вторых, с умень-

шением источников энергии и пластических 

резервов [53]; в-третьих, с повреждением бе-

локсинтезирующего  и  энергетического  ап-

паратов (дезорганизацией крист и матрикса 

в митохондриях, их разрушением), наруше-

нием углеводного и липидного обменов, как 

это было обнаружено в гепатоцитах крыс на 

3  сутки  после  гипертермии  (нагревание  до 

уровня ректальной температуры 43,5°С) [44]; 

в-четвертых, с описанными выше нарушени-

ями кровообращения печени.

Следовательно, при действии на орга-

низм стрессирующих факторов наблюдают-

ся деструкция и некроз гепатоцитов, их про-

странственная  реорганизация,  изменения 

структуры и кровенаполнения синусоидных 

капиляров, а также воспалительная инфиль-

трация  паренхимы  печени.  Кроме  этого, 

обнаружены нарушения всех видов обмена, 

белоксинтезирующего  и  энергетического 

аппаратов клеток. Изменения гистострукту-

ры печени зависят от стадии стресс-реакции, 

силы воздействия и возраста животных.

Структурные  изменения  указанного 

органа оказывают влияние на его функцио-

нальное состояние. Так, при комбинирован-

ном действии на организм внешнего облуче-

ния  и  инкорпорированных  радионуклидов 

у лиц, пострадавших в результате аварии на 



22

ЧАЭС  (за  период  1987-1990),  изменялась 

экскреторная  функция  печени,  что  приво-

дило  к  возрастанию  средних  показателей 

билирубина  и  его  фракций  в  крови.  На-

рушалась  также  и  липидсинтезирующая 

функция:  увеличивались  средние  значения 

бета-липопротеидов и тимоловой пробы. В 

1989-1990 гг. эти показатели у большинства 

обследованных находились в пределах кон-

трольных  значений,  однако  у  16-24%  они 

оставались повышенными в 2,2-1,4 раза. В 

то же время у 45-56% лиц было обнаружено 

резкое снижение содержания бета-линопро-

теидов  и  общего  холестерина  в  сыворотке 

крови (в 1,7-1,5 раза) [51].

При стрессе страдает и белоксинтези-

рующая функция печени. Так, гипертермия 

(t  40  –  42°С  в  течение  30  и  60  минут)  при-

водила к повышению в крови крыс концен-

трации  общего  белка  и  снижению  –  аль-

бумина  [17].  При  указанном  воздействии 

нарушалась  и  детоксикационная  функция 

печени,  о  чем  свидетельствует  увеличение 

продолжительности  наркотического  сна, 

степени  токсичности  крови  и  содержания 

средних молекул в плазме [18, 52].

Таким  образом,  воздействие  стрессо-

ров  изменяет  функциональное  состояние 

печени, ее протеиногенную, липидную, пиг-

ментную, детоксикационную активность, а 

также степень активности ферментов с раз-

личной субклеточной локализацией.

4. Действие на ПОЛ

Как  правило,  воздействие  стрессо-

ров  вызывает  активацию  этого  процесса. 

Так,  показано  увеличение  скорости  ПОЛ 

и  уровня  малонового  диальдегида  (МДА) 

в печени мышей (иммобилизация по 2 часа 

в течение 3 дней) [55]. В печени крыс также 

повышалось  содержание  МДА  (6  часовая 

иммобилизация) [56]. Такое же воздействие 

приводило к усилению процессов ПОЛ и в 

крови крыс, что проявлялось возрастанием 

концентрации промежуточных и конечных 

продуктов: ацилгидроперекисей и МДА че-

рез 39 часов и 4 суток [57]. Иммобилизация 

вызывала  увеличение  уровня  промежуточ-

ных  продуктов  ПОЛ  в  миокарде  старых 

и  молодых  крыс,  причем  их  накопление  в 

сердце старых животных было значительно 

выше,  чем  у  молодых  [58].  При  гипертер-

мии (t 40 – 42°С в течение 60 минут) наблю-

далось  повышение  содержания  основных 

продуктов ПОЛ: в печени крыс количество 

ДК увеличивалось на 16% и 21% через 30 и 

60 минут, а в плазме крови – на 100% через 

60 минут перегревания. Содержание МДА 

в  печени  возрастало  на  39%  и  81%,  в  кро-

ви – на 60% и 98% [17]. Хронический стресс 

(скученное содержания крыс по 18 особей в 

клетках размером 20х30х40 см в течение 1, 2 

и 3 месяцев) сопровождался прогрессирую-

щей по мере увеличения его продолжитель-

ности интенсификацией ПОЛ в периодонте 

(уровень  ДК  повышался  на  20,  44  и  67%, 

МДА – на 24, 33 и 41%), обусловленной воз-

растанием скорости этого процесса (на 34, 

53 и 75%) [59]. В то же время, при гипоки-

незии (в течение 3 часов в индивидуальных 

клетках-пеналах)  происходило  снижение 

интенсивности ПОЛ в мозге крыс – содер-

жание МДА уменьшалось на 24% [60].

Неоднозначно  изменялась  и  актив-

ность антиоксидантной системы. Так, в эри-

троцитах крыс при холодовом (t 5°С по 15 

минут в течение 15 дней) и иммобилизацион-

ном стрессах (обездвиживание по 15 минут 

в  течение  15  дней)  активность  супероксид-

дисмутазы  (СОД)  увеличивалась,  а  глута-

тионпероксидазы  (ГП)  –  снижалась,  как  и 

содержание  восстановленного  глутатиона 

(GSH).  При  совместном  действии  стрессо-

ров  (холодового  и  иммобилизационного) 

активность  ГП  и  уровень  GSH  уменьша-

лись, а активность СОД – повышалась [61]. 

При  иммобилизации  крыс  (по  180  минут  в 

течение 15 дней) активность СОД увеличи-

валась в мозге, печени, почках, а в сердце и 

желудке – снижалась. Активность каталазы 

(КАТ) повышалась в мозге, почках и сердце, 

и падала – в печени и желудке. Активность 

ГП  снижалась  в  мозге  и  почках,  но  увели-

чивалась в сердце и желудке. Во всех тканях 

уровень  GSH  уменьшался  [62].  Активность 

СОД  и  КАТ  в  периодонте  после  1  месяца 

стресса  (скученное  содержания  крыс  по  18 

особей в клетках размером 20х30х40 см) воз-

растала на 21 и 20%, после 2 незначительно 

СТРЕСС, ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ


23

ВЕСТНИК ВГМУ, 2012, ТОМ 11, №4

падала – на 11 и 5%, после 3 снижалась более 

существенно – на 31 и 26% [59].

При гипертермии (t 40 – 42°С в тече-

ние  60  минут)  происходило  снижение  ан-

тиоксидантной  защиты  в  печени  и  крови 

крыс,  оцениваемой  по  активности  КАТ  и 

содержанию  a-токоферола  [17].  Иммоби-

лизация крыс (в течение 6 часов) вызывала 

уменьшение активности СОД, КАТ и GSH 

в печени [56] и КАТ в крови (по 2 часа в те-

чение 3 дней) [57].

Следовательно,  действие  стрессоров, 

как правило, приводит к активации процес-

сов ПОЛ и снижению антиоксидантной за-

щиты организма, которое зависит от вида 

ткани,  возраста  животного  и  продолжи-

тельности воздействия.

Заключение

Таким образом, на основании анали-

за данных литературы установлено, что вы-

зываемый сдвиг динамического равновесия 

в  лизосомальном  аппарате  в  сторону  про-

теолитических  ферментов  имеет  тканевую 

специфичность,  зависит  от  вида  стрессора 

и возраста животных.

Выявлено,  что  механизмами  влияния 

стрессоров  на  активность  протеолитиче-

ских ферментов являются: 1) снижение ста-

бильности мембран лизосом; 2) подавление 

активности ингибиторов протеиназ; 3) на-

рушение  структуры  и  функционального 

состояния  печени;  4)  активация  процессов 

ПОЛ.


Литература

1.  Регуляторные  пептиды  и  ферменты  их  обмена 

в  молекулярных  механизмах  развития  стресс-

реакции  /  М.Т.  Генгин  [и  др.]  //  Нейрохимия  – 

2000. – № 2. – С.83–92.

2.  Патогенетические основы развития остеопороза 

(экспериментальное  исследование)  /  О.В.  Фала-

меева [и др.] // Сб. науч. тр., посв. 60-летию Са-

ратовского НИИТО «Актуальные вопросы трав-

матологии, ортопедии и вертебрологии». – 2005. 

– С.106–107.

3.  A crucial role for MMP-2 in osteocytic canalicular 

formation  and  bone  metabolism  К  /  K.  Inoue  [et 

al.] // J. Biol. Chem. – 2006. – Vol. 281, № 44. – P. 

33814–33824.

4.  Cathepsin K and matrix metalloproteases activities 

in  bone  tissue  of  the  OXYS  and  Wistar  rats 

during  the  development  of  osteoporosis  /  A.A. 

Venediktova  [et  al.]  //  Biochemistry  Supplement 

Series B: Biomedical Chemistry. – 2009. – Vol. 3, № 

4. – P. 393–398.

5.  Carmeli,  E.  Cathepsin  D  and  MMP-9  activity 

increase  following  a  high  intensity  exercise  in 

hind  limb  muscles  of  young  rats  /  Е.  Carmeli,  Т. 

Haimovitz, E.C. Nemcovsky // J. Basic Clin. Physiol. 

Pharmacol. – 2007. – Vol. 18, № 1. – Р. 79–86.

6.  Локшина,  Л.А.  Роль  лизосомальных  протеиназ 

в  деструкции  тканей  /  Л.А.  Локшина,  Н.И.  Со-

ловьёва,  В.Н.  Орехович  //  Вопросы  мед.  химии. 

– 1987. – № 5. – С. 38–43.

7.  Macfarlane,  R.G.  Fibrinolysis  following  operation 

/ R.G. Macfarlane // Lancet. – 1937. – Vоl. 232, № 

1. – P. 10.

8.  The  occurrence  of  fibrinolysis  in  shock,  with 

observations  on  prothrombin  time  and  plasma 

fibrinogen during hemorrhagic shock / H. J. Tagnon 

[et al.] // Am. J. M. Sc. – 1946. – Vоl. 211. – Р. 88.

9.  Камаев,  М.Ф.  Изменение  протеолитической  ак-

тивности крови у больных острой ожоговой ток-

семией / М.Ф. Камаев, В.В. Ващук // Проблемы 

гематологии и переливания крови. – 1976. – № 8. 

– С. 20–22.

10.  Insulin  suppresses  the  increased  activities  of 

lysosomal  cathepsins  and  ubiquitin  conjugation 

system in burn-injured rats / V. Solomon [et al.] // J. 

Surg. Res. – 2000. – Vol. 93, № 1. – Р. 120–126.

11.  Kirpichenok, L.N. The joint action of nitrates and 

gamma  radiation  on  the  blood  plasma  proteinase-

inhibiting  and  antioxidative  systems  in  rats  /  L.N. 

Kirpichenok, L.G. Gidranovich, V.P. Kheĭdorov // 

Radiats Biol. Radioecol. – 1997. – Vol. 37, № 3. – Р. 

297–302.


12.  Beard,  S.  Effect  of  trauma  on  rat  serum  proteolic 

activity / S. Beard, J. Hampton // Am. J. Physiol. – 

1963. – Vоl. 204, – №3. – Р.405–407.

13.  Северина,  Т.Г.  Влияние  острой  иммерсионной 

гипотермии  на  температуру  тела  и  активность 

лизосомных ферментов печени устойчивых и не-

устойчивых к холоду крыс / Т.Г. Северина, А.И. 

Кубарко // Медицинский журнал. – 2009. – Т. 28, 

№ 2. – С. 112–115.

14.  Vihko,  V.  Exhaustive  exercise,  endurance  training, 

and  acid  hydrolase  activity  in  skeletal  muscle  /  V. 

Vihko,  A.  Salminen,  J.  Rantamäki  //  Int.  J.  Med. 

sport. – 1984 – Vol. 5, № 3. – Р. 152–155.

15.  Salminen, A. Lysosomal changes related to exercise 

injuries  and  training-induced  protection  in  mouse 

skeletal muscle / A. Salminen, K. Hongisto, V. Vihko 

// Acta Physiol. Scand. – 1984. – Vol. 120, № 1. – Р. 

15–19.


16.  Сувернев,  А.В.  Основы  безопасности  пиковой 

гипертермии  (Первое  сообщение)  /А.В.  Сувер-

нев;  Сибирский  научн.-исслед.  ин-т  гипертер-


24

мии. – Новосибирск; Академическое из-во «Гео», 

2007. – 125 с.

17.  Шуст, Л.Г. О роли α1-антитрипсина в патогенезе 

гипертермии / Л.Г. Шуст, Ф.И. Висмонт // Здра-

воохранение. – Минск, 2007. – С. 14–15.

18.  Iakushev,  V.S.  Kinetic  properties  of  rat  heart 

cathepsin  D  under  normal  conditions,  during 

emotional-pain stress and in the post-stress period / 

V.S. Iakushev, N.V. Krisanova // Ukr. Biokhim. Zh. 

– 1991. – Vol. 63, № 5. – Р. 57–62.

19.  Salminen,  А.  Lysosomal  changes  related  to  ageing 

and physical exercise in mouse cardiac and skeletal 

muscles / А. Salminen, Н. Kainulainen, V. Vihko // 

Cell. and mol. life sciences. – 1982. – Vol. 38, № 7. – 

Р. 781–782.

20.  Savolainen, J. Acid and alkaline proteolytic activities 

of  cast-immobilized  rat  hind-limb  muscles  after 

electric  stimulation  /  J.  Savolainen  //  Arch.  Phys. 

Med. Rehabil. – 1987. – Vol. 68, № 8. – Р. 481–485.

21.  Chernaia,  V.I.  Structural/functional  changes  in 

the  brain  lysosomal-vacuolar  apparatus  related  to 

chronic emotional stress / V.I. Chernaya, L.F. Pedan, 

G.I. Zozulya // Neurophysiology. – 1999. – Vol. 31, 

№ 4. – Р. 292–293.

22.  Lyanna,  O.L.  The  role  of  biological  activity  of 

hydrohumate, produced from peat, in formation of 

adaptive response of rats under influence of chronic 

stress / O.L Lyanna, V.I Chorna. L.M Stepchenko // 

EGU General Assembly, 19-24 April 2009. – Мode 

of  access:  http://meetings.copernicus.org/egu2009.  – 

Date of access: 15.02.2012.

23.  Cathepsin  B  contributes  to  traumatic  brain  injury-

induced cell death through a mitochondria-mediated 

apoptotic pathway / C.L Luo [et al.] // J. Neurosci. 

Res. – 2010. –Vol. 88, № 13. – Р. 2847–2858.

24.  Boya, P. Lysosomal membrane permeabilization in 

cell death / P. Boya, G. Kroemer // Oncogene. – 2008. 

– Vol. 50, № 27. – Р. 6434–6451.

25.  Коровкин,  Б.Ф.  Активность  кислых  гидролаз  и 

проницаемость мембран лизосом кардиомиоци-

тов  и  гепатоцитов  при  экспериментальных  со-

стояниях / Б.Ф. Коровкин, Э.Д. Полякова, Н.С. 

Стволинская // Вопр. мед. химии. – 1987. – Т. 33, 

№ 5. – С. 33–38.

26.  Oxidative stress and autophagy in the regulation of 

lysosome-dependent neuron death / V.N. Pivtoraiko 

[et al.] // Antioxid. Redox Signal. – 2009. – № 11. – Р. 

481–496.

27.  Чавдарь, И.А. Состояние перекисного окисления 

липидов  и  лизосом  сердца,  печени  и  почек  при 

чрезмерном  стрессовом  воздействии:  автореф. 

дис. … канд. мед. наук: 14.00.17 / И.А. Чавдарь; 

Гос. мед. ун-т. – Кишинев, 1992. – 23 с.

28.  Johnson, B.E. Lysosomes and the reactions of skin 

to ultraviolet radiation / B.E.  Johnson, F. Daniels / 

J. Invest. Dermatology. – 1969. – Vol. 53. – Р. 85–94.

29.  Barrett, A.J. The handbook of proteolytic enzymes 

/ A.J. Barrett, N.D. Rawlings, J.F. Woessner – 2nd 

ed. – «Academic press», 2003.

30.  Three  high  molecular  weight  proteinase  inhibitors 

from  rat  plasma.  Isolation.  Characterization  and 

acute phase changes / K. Lonberg-Holm [et al.] // J. 

Biol. Chem. – 1987. – Vol. 262. – P. 438–445.

31.  Cytokine  binding  and  clearance  properties  of 

proteinase activated a2-macroglobulin / J. LaMarre 

[et al.] // Lab. Invest. – 1991. – Vol. 65. – P. 3–14.

32.  Гурин, В.Н. Терморегуляция и биологически ак-

тивные вещества крови / В.Н. Гурин, А.В. Гурин. 

– Мн.: «Бизнесофсет», 2004. – 216 с.

33.  Мардас,  Д.К.  Роль  м-холинорецепторов  в  регу-

ляции  баланса  системы  протеолиза  при  тепло-

вом  стрессе  /  Д.К.  Мардас,  В.Н.  Никандров  // 

Функциональные системы организма в норме и 

при патологии : сб. науч. тр. / РИВШ; науч. ред. 

В. С. Улащик, А. Г. Чумак. – Минск, 2008. – С. 

147 – 151.

34.  Астафьева,  К.А.  Состояние  системы  протеина-

зы-ингибиторы  в  плазме  крови  и  лимфе  крыс 

при общей управляемой гипертерми: материалы 

Междунар. 68-й научн. студ. конф. им. Н.И. Пи-

рогова, Томск, 20-22 апреля, 2009 г. / РАМН под 

ред. В.В. Новицкого, Л.М. Огородовой. –Томск, 

2009.


35.  Proteinase inhibitors of the blood plasma in the early 

period of the development of acute radiation sickness 

in monkeys / E.A. Zherbin [et al.] // Radiobiologiia. – 

1987. – Vol. 27, № 2. – 250–253.

36.  Hörl, M. Protein catabolism and tourniquet shock: 

the role of proteolytic enzymes / M. Hörl, W.H. Hörl, 

A. Heidland // Chirurg. – 1982. – Vol. 53, № 4. – Р. 

253–257.


37.  Антонова, Е.И Стромально–паренхимные и уль-

трамикроскопические  проявления  первичной 

компенсаторно-приспособительной  реакции  пе-

чени млекопитающих после гипертермии. / Е.И. 

Антонова // Современные проблемы эксперимен-

тальной и клинической медицины: материалы V 

научн.  междунар.  конф.,  Таиланд,  2008  /  Фунд. 

исследования. – 2008. – № 1. – С. 138–140.

38.  Влияние  фактора  роста  гепатоцитов  на  стресс-

индуцированные  изменения  структуры  печени  / 

Корозин В.И. [и др.] // Курский научно-практиче-

ский вестник. Человек и его здоровье. – 2011. – № 

4. – С. 50–55.

39.  Морфологические  изменения  в  печени  при 

стрессе  [Электронный  ресурс]  /  А.  Зарубин, 

О.Н.  Шашкова.  –  Режим  доступа:  http://www.

rae.ru/forum2011/pdf/1994.pdf.  –  Дата  доступа: 

15.07.2012.

40.  Структура  печени  у  крыс  в  динамике  иммоби-

лизационного стресса / И.С. Выборова [и др.] // 

Сибирский медицинский журнал. – 2005. – Т. 52, 

№ 3. – С. 30–33.

41.  Удвал,  X.  Структура  печени  при  стрессе  и  вве-

дении  арабиногалактана  /  X.  Удвал,  Л.C.  Васи-

льева, И.С. Выборова // Сибирский медицинский 

СТРЕСС, ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ ЛИЗОСОМ



25

ВЕСТНИК ВГМУ, 2012, ТОМ 11, №4

журнал. – 2004. – Т. 48, № 7. – С. 22–23.

42.  Liver  injury  after  an  aggressive  encounter  in  male 

mice  /  O.  Sánchez  [et  al.]  //  Am.  J.  Physiol.  Regul. 

Integr. Comp. Physiol. – 2007. – Vol. 293, № 5. – Р. 

1908–1916.

43.  Бгатова,  Н.П.  Коррекция  структурно-функци-

ональной  организации  печени  в  условиях  тер-

мического  ожога  кожи  /  Н.П.  Бгатова,  В.П. 

Кокшарова  //  Механизмы  функционирования 

висцеральных  систем:  материалы  III  Всерос. 

Конф.  с  междунар.  участием,  посвящ.  175-ле-

тию со дня рождения Ф.В. Овсянникова, Санкт-

Петербург, 29 сентября – 1 октября 2003 г. / Рос. 

академия наук; редкол. А.Д. Ноздрачев. – Санкт-

Петербург, 2003. – С. 33-34.

44.  Карелина  С.  В.  Структурные  изменения  в  пече-

ни  и  регионарных  лимфатических  узлах  после 

воздействия  высокой  температуры  и  коррекции 

мелатонином (экспериментальное исследование) 

: автореф. … канд. мед. наук: 03.00.25 / С. В. Ка-

релина. – Новосибирск, 2009. – 27 с.

45.  Salas,  M.  Liver  ultrastructure  during  acute  stress  / 

M. Salas, B. Tuchweber, P. Kourounakis // Pathol. 

Res. Pract. – 1980. – Vol. 167, № 2–4. – Р. 217–233.

46.  Shkurupiĭ,  V.A.  Morphologic  study  of  the  effects  of 

acute stress and the separate administration of «adaptive 

hormones» on mouse hepatocytes / V.A. Shkurupiĭ // 

Tsitol Genet. – 1988. – Vol. 22, № 4. – Р. 3–8.

47.  Галантюк,  С.И.  Ультраструктурные  и  гисто-

химические  изменения  в  печени  при  действии 

постоянного  магнитного  поля  и  протекторном 

применении галаскорбина: автореф. дис. … канд. 

биол.  наук:  03.00.11  /  С.И.  Галантюк.  –  Терно-

поль, 1982. – 23 с.

48.  Shkurupiĭ,  V.A.  Morphometric  research  on  the 

structural  changes  in  the  liver  of  mice  undergoing 

multiple exposures to a stress factor / V.A. Shkurupiĭ 

// Biull. EKSP. Biol. Med. – 1985. – Vol. 100, № 12. 

– P. 748–751.

49.  Sharma,  R.K.  Morphological  &  morphometric 

studies  on  liver  in  rats  subjected  to  repetitive  heat 

stress / R.K. Sharma // Indian. J. Med. Res. – 1997. – 

Vol. 106. – P. 20–26.

50.  Heat-induced liver injury in old rats is associated with 

exaggerated oxidative stress and altered transcription 

factor activation / H. J. Zhang [et al.] // FASEB J. – 

2003. – Vol. 17, № 15. – Р. 2293–2295.

51.  Оценка  функционального  состояния  печени  у 

лиц, пострадавших в результате аварии на ЧАЭС 

/ А.С. Зверкова [и др.] // Врачебное дело. – 1998. – 

№ 2. – С. 28–29.

52.  Висмонт, Ф.И. Роль детоксикационной функции 

печени  и  йодсодержащих  гормонов  щитовид-

ной железы в процессах теплообмена и тепловой 

устойчивости при перегревании / Ф.И. Висмонт, 

М.А. Глебов // Военная медицина. – 2011. –№ 3. 

– С. 89–92.

53.  Морфометрическая характеристика гепатоцитов 

при  адаптации  к  экстремальным  факторам  Ан-

тарктиды / Шмерлинг М.Д. [и др.] // Морфоло-

гия. – 2008. – Т. 134, №6. – С. 46–50.

54.  Systematical analysis of impacts of heat stress on the 

proliferation,  apoptosis  and  metabolism  of  mouse 

hepatocyte / S.Q. Li [et al.] // J. Physiol. Sci. – 2012. – 

Vol. 62, № 1. – Р. 29–43.

55.  Мамонтова, Е.В. Влияние иммобилизационного 

стресса и a- токоферола на процесс перекисного 

окисления липидов у молодых самцов белых мы-

шей  /  Е.В.  Мамонтова,  Д.Л.  Теплый  //  Соврем. 

наук. технологии. – 2006. – № 2 – С. 38–39.

56.  Zaidi,  S.M.  Effects  of  antioxidant  vitamins  on 

glutathione depletion and lipid peroxidation induced 

by restraint stress in the rat liver / Zaidi S.M., T.M. 

Al-Qirim, N. Banu // Drugs R. D. – 2005. – Vol. 6, № 

3. – Р. 157–165.

57.  Солин, А.В. Протективное действие опиоидных 

пептидов  на  изменения  в  системе  перекисное 

окисление  липидов  –  антиоксидантная  защита 

при  иммобилизационном  стрессе  /  А.В.  Солин, 

Ю.Д. Ляшев // Современные проблемы науки и 

образования. – 2012. – № 1. – С. 10.

58.  Shvets,  V.N.  Lipid  peroxidation  in  adult  and  aged 

rat heart under immobilization stress / V.N. Shvets, 

V.V. Davydov // Biomed. Khim. – 2003. – Vol. 49, № 

2. – Р. 117–121.

59.  Городецкая, И.В. Влияние тиреоидных гормонов 

на  изменения  перекисного  окисления  липидов, 

вызванные  острым  и  хроническим  стрессом  / 

И.В. Городецкая, Н.А. Кореневская // Весцi НАН 

Беларусi. Сер. мед. навук. – 2010. – № 1. – С. 78–84.

60.  Перекисное окисление липидов, содержание сво-

бодных  аминокислот  в  мозге  крыс  при  гипоки-

нетическом стрессе на фоне экспериментального 

гипотиреоза / И.В. Романовский [и др.] // Меди-

цинский журнал. – 2006. – № 4. – С. 82–84.

61.  Influences  of  different  stress  models  on  the 

antioxidant  status  and  lipid  peroxidation  in  rat 

erythrocytes / S. Gümüşlü [et al.] // Free Radic. Res. – 

2002. – Vol. 36, № 12. – Р. 1277-1282.

62.  Sahin,  E.  Immobilization  stress  in  rat  tissues: 

alterations  in  protein  oxidation,  lipid  peroxidation 

and  antioxidant  defense  system  /  E.  Sahin,  S. 

Gümüşlü

  //  Comp.  Biochem.  Physiol.  &  Toxicol. 



Pharmacol. – 2007. – Vol. 144, № 4. – Р. 342–347.

Поступила 31.08.2012 г.



 Принята в печать 03.12.2012 г.

Yüklə 395,39 Kb.

Dostları ilə paylaş:




Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©azkurs.org 2023
rəhbərliyinə müraciət

    Ana səhifə