Hindawi Publishing Corporation Advances in Pharmacological Sciences



Yüklə 252 Kb.
Pdf görüntüsü
tarix18.04.2017
ölçüsü252 Kb.

Hindawi Publishing Corporation

Advances in Pharmacological Sciences

Volume 2013, Article ID 308249,

11

pages



http://dx.doi.org/10.1155/2013/308249

Review Article

Propolis: A Wonder Bees Product and Its

Pharmacological Potentials

Vijay D. Wagh

Department of Pharmaceutics, R. C. Patel Institute of Pharmaceutical Education and Research, Near Karvand Naka, Shirpur,

Dist Dhule, Maharashtra 425405, India

Correspondence should be addressed to Vijay D. Wagh; drvijaydwagh@gmail.com

Received 2 August 2013; Accepted 4 October 2013

Academic Editor: Eduardo Munoz

Copyright © 2013 Vijay D. Wagh. This is an open access article distributed under the Creative Commons Attribution License, which

permits unrestricted use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited.

Propolis is a natural resinous mixture produced by honey bees from substances collected from parts of plants, buds, and exudates.

Due to its waxy nature and mechanical properties, bees use propolis in the construction and repair of their hives for sealing openings

and cracks and smoothing out the internal walls and as a protective barrier against external invaders like snakes, lizards, and so

forth, or against weathering threats like wind and rain. Bees gather propolis from different plants, in the temperate climate zone

mainly from poplar. Current antimicrobial applications of propolis include formulations for cold syndrome (upper respiratory

tract infections, common cold, and flu-like infections), wound healing, treatment of burns, acne, herpes simplex and genitalis,

and neurodermatitis. Worldwide propolis has a tremendous popularity, but in India the studies over propolis have just started, not

extensively reported except few regions of India like Maharashtra, West Bengal, Tamil Nadu, Gujrat, and Madhya Pradesh.

1. Introduction

Propolis is a natural resinous mixture produced by honeybees

from substances collected from parts of plants, buds, and

exudates. The word propolis is derived from Greek, in which

pro stands for “at the entrance to” and polis for “community”

or “city,” which means this natural product is used in hive

defense. Another name of propolis is bee glue. Due to its waxy

nature and mechanical properties, bees use propolis in the

construction and repair of their hives—for sealing openings

and cracks and smoothing out the internal walls [

1

,

2



] and

as a protective barrier against external invaders like snakes,

lizards, and so forth, or against wind and rain. Bees gather

propolis from different plants in different temperate climatic

zones.

Honey and propolis provide beneficial effect on human



health. Since ancient times propolis has been extensively

employed by man, especially in folk medicine to treat

several maladies. Egyptians used bee glue to embalm their

cadavers as they well knew about its putrefactive properties.

Incas employed propolis as an antipyretic agent. Greek

and Roman physicians used it as mouth disinfectant and

as an antiseptic and healing product in wound treatment,

prescribed for topical therapy of cutaneous and mucosal

wounds [

2

]. Propolis was listed as an official drug in the



London pharmacopoeias of the 17th century. Due to its

antibacterial activity, in Europe propolis became very popular

between the 17th and 20th centuries. In Italy bee glue was

used as a violin varnish [

3

] by Stradivari. In the end of the



19th century, propolis was widely used due to its healing

properties and in the Second World War it was employed

in several Soviet clinics for tuberculosis treatment, due to

the observed decline of lung problems and appetite recovery.

In the Balkan states propolis was applied to treat wounds

and burns, sore throat, and stomach ulcer [

4

]. The first



scientific work with propolis was published in 1908 including

its chemical properties and composition which was further

indexed to chemical abstract [

5

].



Nowadays, propolis is a natural remedy found in many

health food stores in different forms for topical use. It is also

used in cosmetics or as popular alternative medicine for self-

treatment of various diseases. Current applications of propo-

lis include formulations for cold syndrome (upper respiratory

tract infections, common cold, and flu-like infections), as

well as dermatological preparations useful in wound healing,

treatment of burns, acne, herpes simplex and genitalis, and



2

Advances in Pharmacological Sciences

neurodermatitis. Propolis is also used in mouthwashes and

toothpastes to prevent caries and to treat gingivitis and

stomatitis. It is widely used in cosmetics and in health

foods and beverages. It is commercially available in the form

of capsules, mouthwash solutions, creams, throat lozenges,

powder, and also in many purified products from which

the wax was removed. Due to its antimicrobial, antiviral,

and antioxidant properties, it is widely used in human and

veterinary medicine, pharmacology, and cosmetics.

2. Propolis Characteristics, Source, and

Bioactive Composition

2.1. Characteristics. Propolis is a lipophilic in nature, hard

and brittle material and it becomes soft, pliable, gummy, and

very sticky when heated [

6

]. It possesses a characteristic and



pleasant aromatic smell and varies in color from yellow green

to red and to dark brown depending on its source and age [

2



7



]. Depending on the origin of the resins, it also ranges from

yellow to dark brown. But even transparent propolis has been

reported.

2.2. Composition. Propolis is a complex mixture made by

bee-released and plant-derived compounds. In general, raw

propolis is composed of around 50% resins, 30% waxes,

10% essential oils, 5% pollen, and 5% of various organic

compounds [

1

,

8



,

9

]. More than 300 constituents were



identified in different samples [

7



10

] and new ones are still

being recognized during chemical characterization of new

types of propolis [

2

,

11



,

12

]. The proportions of the various



substances present in the propolis depend upon its place and

time of collection.

Many analytical methods have been used for separa-

tion and identification of propolis constituents and the

substances identified belong to the following groups of

chemically similar compounds: polyphenols; benzoic acids

and derivatives; cinnamic alcohol and cinnamic acid and its

derivatives; sesquiterpene and triterpene hydrocarbons; ben-

zaldehyde derivatives; other acids and respective derivatives;

alcohols, ketones, and heteroaromatic compounds; terpene

and sesquiterpene alcohols and their derivatives; aliphatic

hydrocarbons; minerals; sterols and steroid hydrocarbons;

sugars and amino acids [

13

]. As it may be expected, volatile



compounds (produced by the source plants) are present

in low amounts [

10

]. Sugars are thought to be introduced



accidentally during the elaboration of propolis and/or pas-

sage of bees over the resin. Some compounds are common

in all propolis samples and determine its characteristics

properties.

Propolis of different origin contains different con-

stituents. Some constituents are present in many samples

from different places. Some constituents are present in sample

from specific plant origin [

14

].

Different geographical origin of propolis sample varies



with its biological activity due to different climatic condi-

tions [


15

]. The essential principal compounds responsible

for biological activities are polyphenols, aromatic acids, and

diterpenic acids, but very few different propolis types have

been different in their main bioactive compounds (

Table 1


).

Different composition is also related to specific flora of the

region and treatments of raw material.

2.3. Melting Point. Propolis is soft, pliable, and sticky sub-

stance at 25

C to 45



C. Particularly, in frozen condition, it

becomes hard and brittle. It will remain brittle after such

treatment even at higher temperatures. Above 45

C, it will



become increasingly sticky and gummy. Propolis will become

liquid at 60

C to 70


C, but for some samples the melting point

may be as high as 100

C.



2.4. Solubility of Propolis. Considering the complex structure

of propolis, it cannot be used directly. Propolis is extracted

commercially with suitable solvent. The most common

solvents used for extraction are water, methanol, ethanol,

chloroform, dichloromethane, ether, and acetone. Many of

the bactericidal components are soluble in water or alcohol

[

16

] which should remove the inert material and preserve



the desired compounds. Propolis composition depends upon

the geographical region and second one the method of

extraction [

7

], the solvent should be carefully chosen [



17

]. The


main solvents used for extraction of bioactive compounds

and other chemical compounds extracted are determined in

Tables

2

and



3

.

2.5. Propolis in Indian Scenario. India, being a vast country,



has a number of varieties of propolis differing in chemical

compositions and medicinal values which are mentioned in

Tables

2

and



3

. But unfortunately it is still to be explored.

2.6. Antioxidant Activity. To the best of our knowledge, this is

the first report published on the antioxidant activity of Indian

propolis extract and its chemical constituent’s pinocembrin

and galangin. In all the antioxidant assay systems, aqueous

extract of propolis (AEP) showed higher activity compared

to the ethanolic extract of propolis (EEP). This may be due

to its higher polyphenols content. So, AEP can be a good

substitute of ethanol extract. Moreover, it can be used in

prevention of various free radical related diseases. Galangin

also showed comparable activity with that of AEP and

EEP and highest activity than pinocembrin. This is due to

structural differences between these two compounds. Further

research is underway to analyze the constituents of AEP and

their antioxidant activity [

18

].

Roy et al. extended pinocembrin and galangin in the



rapid synthesis of stable Ag and Au nanoparticles having wide

spectrum of fascinating morphologies. Both of these two

extracts were found to be extremely efficient in the synthesis

of Ag and Au nanoparticles under alkaline condition for a

given metal ion precursor; the kinetics of a particle synthesis

were remarkably similar in all the cases, as it is evident from

the absorption spectra monitored over time [

19

].



The free radical scavenging effect of propolis as well as

of vitamin C in 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) free

radical system was determined. The free radical scavenging

activity of EEP was 70.96% and 72.97%, respectively, in the

concentration range of 100 mcg at the difference of 30 min


Advances in Pharmacological Sciences

3

Table 1: Geographic origin, main plant sources, and chemical compounds [



7

].

Sr. no.



Geographic origin

Plant source

Main bioactive compounds

Reference

1

Europe, North



America, and

nontropic regions of

Asia

Populus spp., most



often P. nigra L.

Polyphenols

[

3

]



2

Russia


Betula verrucosa Ehrh.

Polyphenols

[

3

]



3

Brazil


Baccharis spp.,

predominantly

B. dracunculifolia DC.

Prenylated p-coumaric acids,

diterpenic acids

[

7



]

4

Cuba, Venezuela



Clusia spp.

Polyprenylated benzophenones

[

89

]



5

Pacific region

(Okinawa, Taiwan)

Unknown


C-prenylflavanones

Furofuran lignans

[

90

]



6

Canary Islands

Unknown

Furofuran lignans



[

15

]



7

Kenya


Unknown

Polyphenols

[

29

,



30

]

8



Greece and Cyprus

Unknown


Flavonoids, terpenes

[

31



]

Table 2: Different solvents used for the extraction of propolis [

32

].

Water



Methanol

Ethanol


Chloroform

Dichloromethane

Ether

Acetone


Anthocyanins,

starches,

tannins,

saponins,

terpenoids,

polypeptides,

and

lectins


Anthocyanins,

terpenoids,

saponins,

tannins,


xanthoxyline,

totarol,


quassinoids,

lactones,

flavones, phenones,

polyphenols,

polypeptides,

and


lectins

Tannins,


polyphenol,

polyacetylenes,

terpenoids,

sterols,


and

alkaloids,

Terpenoids,

flavonoids

Terpenoids,

tannins,


polyphenols,

polyacetylenes,

sterols,

and


alkaloids

Alkaloids,

terpenoids,

coumarins,

and

fatty acids



Flavonols

and 1 hr, respectively. The result of free radical scavenging

effect of vitamin C was 94.7% at 100 mcg and 93.4% at 10 mcg

[

16



].

2.7. Antibacterial Activity. According to Kumar et al., the

antimicrobial property of propolis collected from Gujarat by

agar diffusion method against Staphylococcus aureus, Bacillus

subtilis, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Candida

albicans, and Asparagus nigar. Ethanolic extracts of sample

(conc. 200 mg/mL) showed high antibacterial activity against

Gram-positive, that is, Bacillus subtilis, but least activity

against Gram-negative bacteria (P. aeruginosa and E. coli).

The yeast C. albicans showed the moderate zone of inhibition

whereas A. Niger did not show any activity. However, the least

was in the 40% methanolic extracts [

16

].

Selvan et al. collected propolis from different places in



Hunasamaranahalli Village near Bangalore. they observed

that bee propolis in combination with chlorhexidine

possesses high antimicrobial activity against Streptococcus

mutans. Propolis in combination with chlorhexidine can

suppress the pathogenic potentials of a dental plaque by

inhibiting the adherence and accumulation of cariogenic

Streptococci on the tooth surface. The inhibition of the

growth of the clinical stress by trace quantities of a propolis

suggests that it can be used in the treatment of dental caries.

2.8. Biological Activities. The use of different solvents changes

activity of main biologically active constituent in propolis.

Those are responsible for its many biological properties

and also change by geographic origin and dosage form

[

20



]. Presence of flavonoids and phenolic esters propolis is

responsible for its potential effects with specific reagent.

2.9. Antifungal Activity. Propolis has shown fungicide effects

on juice spoilage fungi Candida famata, C. glabrata, C.

kefyr, C. pelliculosa, C. parapsilosis, and Pichia ohmeri [

21

];



the fungicidal effect was associated with the presence of

flavonoids [

22

]. Propolis is the bee product with the highest



antifungal activity as tested with 40 yeast strains of C. albi-

cans, C. glabrata, C. krusei, and Trichosporon spp. [

23

]. Propo-



lis inhibited the growth C. albicans (MIC 0.2–3.75

??????g/mL), C.

glabrata (MIC 0.03–7.5

??????g/mL), Trichosporon spp. (MIC 0.1–

0.4

??????g/mL), and Rhodotorula sp. (MIC <0.01 ??????g/mL) and the



most sensitive strain was Rhodotorula spp. The most resistant

strain was C. Albicans. In an unpublished study in Bangalore,

Indian propolis has been observed to be more effective than


4

Advances in Pharmacological Sciences

Table 3: Geographic origin, activity, and chemical compounds in

Indian scenario.

Sr.

no.


Geographic

region


Activity

Solvent used in

extraction

Reference

1

Karnataka



Antibacterial

Petroleum ether,

chloroform,

ethanol,


methanol, and

40% methanol

[

24

]



2

West Bengal

Antioxidant

Ethanol and

water

[

18



]

3

Gujarat



Antioxidant,

antimicrobial

Ethanol, water,

petroleum ether,

chloroform,

ethanol,


methanol, and

40% methanol

[

16

]



4

Madhya


Pradesh

Antimicrobial,

hepatoprotective

Ethanol


[

33

]



5

Maharashtra

Antimicrobial,

antibacterial

Ethanol

[

34



]

routinely used anticaries agents in inhibiting the growth of

Streptococcus mutans which is a frequent cause of dental

caries [


24

]. Oliveira et al. (2006) was studied the 67 samples of

yeasts isolated and identified from samples of onychomycosis

comprising the following species: Candida albicans, Candida

parapsilosis, Candida tropicalis, Candida kefyr, Candida guil-

liermondii, Candida lusitaniae, Candida glabrata, Candida

stellatoidea, Candida Trichosporon sp. including T. asahii,

T. ovoides, and T. cutaneum, one Geotrichum candidum,

and three Saccharomyces cerevisiae. Trichosporon sp. was the

most sensitive species, showing MIC

50

and MIC


90

of 1.25


×

10

−2



mg/mL of flavonoids, and Candida tropicalis was the

most resistant, with CFM

50

of 5


× 10

−2

mg/mL of flavonoids



and MFC

90

of 10



× 10

−2

mg/mL [



25

]. The activity of ethanolic

extraction of propolis was elevated by disc diffusion method

when the concentration increased to 20% and 30%. EEP was

not effective against C. albicans [

26

].



2.10. Vaginal Use. To formulate the propolis microparticles

(PMs) from Brazilian propolis [

27

,

28



] and to check activity of

the propolis extract (PE) against clinical yeast C. albicans and

31 non-C. albicans (C. glabrata, C. tropicalis, C. guilliermondii,

and C. parapsilosis) isolates of importance in the vulvovaginal

candidiasis (VVC). Moreover, the main antifungal drugs

used in the treatment of VVC were also tested. C. albicans

isolates showed resistance or dose-dependent susceptibility

for the azolic drugs and Amphotericin B. Non-C. albicans

isolates showed more resistance and dose-dependent sus-

ceptibility for the azolic drugs than C. albicans. However,

all of them were sensitive or dose-dependent susceptible for

Amphotericin B. All yeasts were inhibited by PE and PMs,

with small variation, independent of the species of yeast.

The overall results provided important information for the

potential application of PMs in the therapy of VVC and the

possible prevention of the occurrence of new symptomatic

episodes [

27

].



2.11. Antibacterial Activity. The disc diffusion method is

one of the most popular methods used to determine the

antimicrobial activity. A suspension of a sensitive indicator

microorganism is inoculated on agar plates by spreading

homogeneously on its surface, and blank paper discs con-

taining the sample to be checked for antimicrobial activity

are placed on top. After an incubation period at optimal

temperature, antibacterial activity is evaluated by determin-

ing the diameter of the growth inhibition zones in the agar

layer surrounding the disc [

15

]. Some authors argue that this



laborious method is unreliable for comparing bioactivities,

as results are influenced by the solubility and hence the

diffusivity of the individual constituents in agar, proposing

the use of another methodology which is also commonly

used for the same purpose, the dilution method. In this

procedure, propolis samples are serially twofold diluted and

a fixed volume is added to liquid or solid medium, by making

a series of concentrations. Bacterial inoculums are added to

each experimental condition and the occurrence of growth

is analyzed after incubation at optimal conditions. Broth

microdilution is considered a good method for a rapid and

simultaneous screening of multiple samples; for comparing

propolis extracts and giving more consistent results, it is

suitable method to be used. Additionally, it allows the deter-

mination of the minimal inhibitory concentration (MIC) and

the minimal bactericidal concentration (MBC) which are,

respectively, the lowest concentration that inhibits visible

bacterial growth and the lowest concentration that kills

bacteria [

16



35

]. Briefly, thin-layer chromatography plates

where propolis samples were eluted are covered with agar

suspensions of the microorganism whose sensitivity is going

to be tested. Antibacterial activity is visualized as clear areas

after proper incubation [

36

].

Data from studies concerning antibacterial properties of



propolis support the fact that propolis is active mainly against

Gram-positive bacteria in and shows lower activity against

the Gram-negative ones at small quantity or is inactive at

all [


7

,

35



,

37



41

]. Such results can be seen in the work of

Kujumgiev et al. (1999) who tested propolis samples from

different geographic regions (tropical and temperate zones)

against Staphylococcus aureus and Escherichia coli. All the

extracts displayed significant antibacterial activity against S.

aureus but none was active against E. coli; it is also relevant

that all the 12 samples tested, from different origins, showed

the same effect.

Several studies have been performed to evaluate this

property against Gram-positive and Gram-negative bacteria

(

Table 4



) collected from laboratory or isolated from clinical

samples using different types of propolis by using different

approaches.

The activity of ethanolic extract of Al-Museiab propolis

(EEMP) against E. coli, Salmonella typhi, Listeria mono-

cytogenes, Helicobacter pylori, Streptococcus pyogenes, Pseu-

domonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneu-

monia, and Enterobacter aerogenes isolates by the method of



Advances in Pharmacological Sciences

5

Table 4: Bacteria used in identification of antibacterial activity [



32

].

Gram-positive



Gram-negative

Bacillus cereus



Aeromonas hydrophila

Bacillus subtilis



Brucella abortus

Enterococcus spp.



(Enterococcus faecalis)

Corynebacterium sp.



(C. pseudotuberculosis)

Micrococcus luteus



Escherichia coli

Nocardia asteroids



Rhodococcus equi

Helicobacter pylori



Staphylococcus aureus

Klebsiella pneumoniae



Staphylococcus spp.

(S. auricularis, S. capitis, S.

epidermidis, S.

haemolyticus, S. hominis, S.

mutans, and S. warnerii)

Salmonella sp.



(S. enteritidis, S. typhi, and S.

typhimurium)

Streptococcus spp.



(S. cricetus, S. faecalis, S.

Pneumonia, S. pyogenes, S.

??????-haemolyticus, S. mutans,

S. sobrinus, and S. viridians)

Pseudomonas aeruginosa



Proteus mirabilis

Proteus vulgaris

Shigella dysenteriae

∗∗

Actinomyces naeslundii



∗∗

Lactobacillus acidophilus

∗∗

Peptostreptococcus micros



∗∗

Actinobacillus

actinomycetemcomitans

∗∗

Capnocytophaga gingivalis



∗∗

Porphyromonas anaerobius

∗∗

Prevotella intermedia



∗∗

Fusobacterium nucleatum

∗∗

Porphyromonas gingivalis



∗∗

Prevotella melaninogenica

∗∗

Prevotella oralis



∗∗

Veillonella parvula

Aerobic bacteria,



∗∗

anaerobic bacteria.

disc diffusion and agar-well diffusion; Staphylococcus aureus

was highly sensitive to EEMP than other Gram positive

and Gram-negative bacteria, while standard E. coli strain

was highly sensitive to EEMP than other Gram-negative

bacteria. Results of disc diffusion methods of crude EEMP

at 10% concentration showed that S. Aureus was highly

sensitive to EEMP inhibition while C. albicans was resistant.

Statistical analysis showed significant differences

(?????? ≤ 0.05)

between results of disc and agar diffusion methods of EEP

at concentration of 10%, while there were no significant

differences

(?????? ≤ 0.05) at concentrations of 20% and 30% of

extract, respectively [

26

].

Furth Grange and Davey reported that ethanol extracts



from propolis (EEP) completely inhibited the growth of

S. aureus, Enterococcus spp., and Bacillus cereus, partially

inhibited Pseudomonas aeruginosa and E. coli growth, and

had no effect on Klebsiella pneumoniae [

29

]. The mechanism



of antimicrobial activity of propolis is complex and could

be attributed to the synergistic activity between pheno-

lic and other compounds [

42

], mainly to the flavonoids



pinocembrin, galangin, and pinobanksin [

43

]. A stronger



activity was observed on gram-positive bacteria growth

[

1



]. The antimicrobial activity was observed on Staphylo-

coccus aureus [

44

,

45



], Streptococcus pyogenes [

46

], Gram-



positive and Gram-negative bacteria species and Candida

[

37



], Streptococcus mutans [

24

]; anaerobic bacteria of human



oral cavity [

47

], Salmonella [



48

], and on miscellaneous

microorganisms including Mycobacterium [

49

] In screen-



ing studies at a dilution of 1 : 20 (3 mg of solid material

per mL) in nutrient agar, Thus it appeared to have a

preferential inhibitory effect on cocci and Gram-positive

rods [


29

].

2.12. Antiprotozoan Activity. Antiprotozoal activity is eval-



uated by an in vitro growth inhibitory effect on a culture

of parasites after incubation in the presence of different

concentrations of propolis. The effect of European propolis on

protozoa reported by several publications that cause diseases

in humans and animals such as trichomoniasis, toxoplas-

mosis, giardiasis, Chagas disease, leishmaniasis, and malaria.

Indeed, antiprotozoan activity has also been reported on

Giardia lamblia, Trichomonas vaginalis, Toxoplasma gondii,

Leishmania donovani, and Trypanosoma cruzi [

50

,



51

]. Also


an antiprotozoan activity of EEP was reported against G.

duodenalis [

52

].

2.13. Antioxidant Activity. Propolis is notable for its antiox-



idant properties. The antioxidants present in propolis [

53

,



54

] play a great role in its immunomodulatory properties

[

55

]. The flavonoids concentrated in propolis are powerful



antioxidants. One of the most commonly used techniques to

evaluate antioxidant potential is based on the depletion of

free radicals by the addition of scavenger compounds. Mea-

surements of 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) radical

consumption are related to the intrinsic ability of a substance

or a complex mixture to donate hydrogen atoms or electrons

to this reactive species in a homogeneous system. It was

reported that propolis increases the cellular immune response

through the increase of mRNA for interferon-

?????? and activates

the production of cytokines [

56

].



Water extracts of propolis collected from the three geo-

graphical regions (Motobes, Kafr El-Sheikh, and Desouk)

in Kafr El-Sheikh Governorate, Egypt, were prepared. The

extracts were analyzed for the determination of total polyphe-

nols which ranged from 5.70 to 8.79 g/100 gm of the sample

and from 22.80 to 34.30 g/100 g of the freeze drier extract.

The total flavonoids content ranged from 3.05 to 4.85 g/100 g

of the sample. Water extracts of propolis were evaluated

for antioxidant activity using

??????-carotene bleaching and 1,1-

diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) free radical scavenging

assay system. It was observed that all propolis had strong

antioxidant activity due to their contents of total phenols and

flavonoids. The highest activity was found for the sample from

Desouk followed by these from Kafr El-Sheikh, then those

from Motobes. Freeze-dried extract of propolis can be used as

natural antioxidant in sunflower oil as compared to BHT and

TBHQ. Propolis from Desouk and Kafr El-Sheikh at 200 and

300 ppm were similar in reducing peroxide values and both of

them at 300 ppm were better than BHT but lower than TBHQ,

added at 200 ppm concentration, in reducing peroxides and

hydroperoxidase production in sunflower oil at 63

C for 4


days [

57

].



6

Advances in Pharmacological Sciences

Antioxidants have been shown to be capable of scaveng-

ing free radicals and thereby protecting lipids and other com-

pounds such as vitamin C from being oxidized or destroyed

[

58



]. It is probable that active free radicals, together with other

factors, are responsible for cellular aging and degradation in

such conditions as cardiovascular diseases, arthritis, cancer,

diabetes, Parkinson’s disease, and Alzheimer’s disease. Oxida-

tive damage may also result in poor liver function. Studies

on rats in vitro show that propolis extracts protect against

damage to liver cells [

59

].



The sample from Algarve, south of Portugal region,

contains phenolic compound and this phenolic group shows

antioxidant activity. Water was revealed to be less effective

and less toxic for extracting phenolic compounds from

propolis than the methanol and water/ethanol. In spring,

higher amounts of phenols (total phenols, flavones, flavonols,

flavanones, and dihydroflavonols) were detected in hydroal-

coholic extracts of propolis than in winter [

60

]. According



to zones, the levels of phenols changed. In spring, higher

amounts of phenols were detected in hydroalcoholic extracts

of propolis than in winter. Among the three main areas of

Algarve where samples were collected, those from Barrocal

had the highest levels of polyphenols, depending on the

season (winter or spring). Within each area, the levels

of phenols changed according to the zone. Concerning

antioxidant activity, samples from Barrocal presented better

radical scavenging abilities than those from the remaining

areas, depending on the antioxidant method and collection

season [

60

]. Miguel et al. extended their work and described



antioxidant property which was evaluated along with the

capacity of extracts of propolis for scavenging DPPH [

61

] and


ABTS free radicals as well as superoxide anion [

62

].



2.14. Antitumoral Activity . The antitumor activity of propolis

was reviewed by Orsolic et al. The chemopreventive activity

of propolis in animal models and cell cultures is likely to

be the result of their ability to inhibit DNA synthesis in

tumour cells, their capability to induce apoptosis of tumour

cells, and their property to activate macrophages to produce

factors capable of regulating the function of B, T and

NK cells, respectively. Moreover, these results suggest that

flavonoids from propolis play a protective role against the

toxicity of the chemotherapeutic agents or radiation in mice,

giving hope that they may have similar protective action

in humans. The combination with an adjuvant antioxidant

therapy may enhance the effectiveness of chemotherapy by

ameliorating the side effect on leukocytes, liver, and kidneys

and consequently enabling dose escalation [

63

]. Although



many polyphenols have an antimetastatic activity, caffeic acid

phenethyl esters (CAPE) from poplar propolis and Artepillin

C from Baccharis propolis have been identified as the most

potent antitumor agents [

64



68



].

The in vitro anticarcinogenic potential of propolis in

human lymphocytes was investigated. Blood samples were

obtained from ten healthy males, nonsmoking volunteers,

which were incubated and exposed to increasing concentra-

tions of propolis

(0.01, 0.05, 0.1, 0.2, 0.5, 0.7, and 1.0 mL). The

mean micronucleus rates were 1.4770.38–4.0270.64. Mitotic

index rates were between 19.4572.22 and 0.2870.33. The

differences between the control and exposed cells were sta-

tistically significant (pp 0 : 05). Exposure to different concen-

trations of propolis cannot produce a carcinogenic effect in

peripheral human lymphocytes in vitro. However, increasing

micronucleus (MN) rates showed that propolis could have a

carcinogenic effect in high concentrations [

69

].



2.15. Anti-Inflammatory Activity. Inflammation is the com-

plex biological response of vascular tissues to harmful stimuli,

such as pathogens, damaged cells, irritants, and free rad-

icals. Anti-inflammatory activity means the primary effect

of the host defense system. The anti-inflammatory activity

of propolis has been reviewed by Almeida and Menezes.

Propolis has inhibitory effects on myeloperoxidase activity,

NADPH-oxidase ornithine decarboxylase, tirosine-protein-

kinase, and hyaluronidase from guinea pig mast cells. This

anti-inflammatory activity can be explained by the presence

of active flavonoids and cinnamic acid derivatives. The for-

mer includes acacetin, quercetin, and naringenin; the latter

includes caffeic acid phenyl ester (CAPE) and caffeic acid

(CA) [


70

]. CAPE and galangin, both being typical poplar

propolis constituents, exhibited anti-inflammatory activity

and significantly inhibited carrageenan oedema, carrageenan

pleurisy, and adjuvant arthritis inflammations in rats [

71

,



72

].

An ethanol extract of propolis suppressed prostaglandin and



leukotriene generation by mouse peritoneal macrophages in

vitro and during zymosan-induced acute peritoneal inflam-

mation in vivo. Dietary propolis significantly suppressed the

lipoxygenase pathway of arachidonic acid metabolism during

inflammation in vivo. CAPE was a more potent modulator of

arachidonic acid metabolism than caffeic acid, quercetin, and

naringenin [

73

].



2.16. Hepatoprotective Activity. Protective potential of propo-

lis was evaluated against mercury-induced oxidative stress

and antioxidant enzymatic alteration in mice liver. Expo-

sure to mercuric chloride (HgCl

2

; 5 mg/kg; i.p.) induced



oxidative stress by increasing lipid peroxidation and oxi-

dized glutathione level along with concomitant decrease

in glutathione and various antioxidant enzymes. Mercury

intoxication deviated the activity of liver marker enzyme

in serum. Conjoint treatment of propolis (200 mg/kg; p.o.)

inhibited lipid peroxidation and oxidized glutathione level

whereas increased glutathione level. Activity of antioxidants

enzymes, that is, superoxide dismutase, catalase, glutathione

S-transferase, and glucose 6-phosphate dehydrogenase, was

also restored concomitantly toward control after propo-

lis administration. Release of serum transaminases alka-

line phosphatase, lactate dehydrogenase, and

??????-glutamyl

transpeptidase was significantly restored toward control after

propolis treatment. Results suggest that propolis augments

the antioxidant defense against mercury-induced toxicity

and provides evidence that it has therapeutic potential as

hepatoprotective agent [

59

].

Bhadauria et al.’s study had been conducted to confirm



the protective role of propolis extract in CCl

4

-induced



Advances in Pharmacological Sciences

7

hepatorenal oxidative stress and resultant injury. Propo-



lis extracts collected from Gwalior district and 24 female

Sprague Dawley rats were used for experiment. Animals were

exposed to CCl 4 (0.15 mL/kg, i.p.) for 12 weeks (5 days/week)

followed by treatment with propolis extract (200 mg/kg,

p.o.) for consecutive 2 weeks. Ethanolic extract of propo-

lis successfully prevented these alterations in experimental

animals. Activities of catalase, adenosine triphosphatase,

glucose-6-phosphatase, acid, and alkaline phosphatase were

also maintained towards normal with propolis therapy. Light

microscopical studies showed considerable protection in

liver and kidney with propolis treatment and, thus, sub-

stantiated biochemical observations. This study confirmed

hepatoprotective potential of propolis extract against chronic

injury induced by CCl

4

by regulating antioxidative defense



activities [

33

].



2.17. Antidiabetic Activity. The effect of ethanolic extract of

propolis against experimental diabetes mellitus-associated

changes was examined. Diabetes was induced experimentally

in rats by i.p. injection of streptozotocin (STZ) in a dose

of 60 mg/kg bwt for 3 successive days. Blood urea nitrogen

(BNU), creatinine, glucose, lipid profile, malondialdehyde

(MDA), and urinary albumin were measured. Superoxide

dismutase (SOD), glutathione (GSH), catalase (CAT), and

MDA were measured in the renal tissue. The results showed

decreased body weight and increased kidney weight in

diabetic animals. Compared to the control normal rats,

diabetic rats had higher blood glucose, BNU, creatinine, total

cholesterol, triglycerides, low-density lipoprotein-cholesterol

(LDL-C), MDA and urinary albumin, and lower high-density

lipoprotein-cholesterol (HDL-C) levels. Moreover, renal tis-

sue MDA was markedly increased while SOD, GSH, and CAT

were significantly decreased. Oral administration of propolis

extract in doses of 100, 200, and 300 mg/kg bwt improved the

body and kidney weights, serum glucose, lipid profile, MDA,

and renal function tests. Renal GSH, SOD, and CAT were

significantly increased while MDA was markedly reduced.

These results may suggest a strong antioxidant effect of

propolis which can ameliorate oxidative stress and delay the

occurrence of diabetic nephropathy in diabetes mellitus [

74

].

The effect of Chinese and Brazilian propolis on



streptozotocin-induced type 1 diabetes mellitus in Sprague

Dawley rats was studied [

75

]. The results showed that



Chinese propolis and Brazilian propolis significantly

inhibited body weight loss and blood glucose increase in

diabetic rats. In addition, Chinese propolis-treated rats

showed an 8.4% reduction of glycated hemoglobin levels

compared with untreated diabetic rats. Measurement of

blood lipid metabolism showed dyslipidemia in diabetic

rats and Chinese propolis helped to reduce total cholesterol

level by 16.6%. Moreover, oxidative stress in blood, liver, and

kidney was improved to various degrees by both Chinese

propolis and Brazilian propolis. An apparent reduction in

levels of alanine transaminase, aspartate transaminases, and

blood urea nitrogen and urine microalbuminuria excretion

rate demonstrated the beneficial effects of propolis on

hepatorenal function.

2.18. Immunomodulatory Action. The immunomodulatory

action of a water-soluble derivative (WSD) of natural

propolis was investigated. The oral and parenteral admin-

istration of the WSD enhanced the survival rate and the

mean survival time in experimental bacterial (Klebsiella

pneumoniae, Staphylococcus aureus) and fungal (Candida

albicans) infections in mice. An increased resistance was

observed also in Klebsiella pneumoniae infection induced

after cyclophosphamide treatment. The WSD stimulated

peritoneal macrophages to produce in vitro interleukin-1,

which corresponded to their elevated total protein secretion.

In addition, WSD failed to trigger lymphocyte proliferation

as determined by popliteal lymph node assay. The WSD

was suggested to augment nonspecific host defense via

macrophage activation [

76

].



2.19. Dental Action. The antimicrobial activity of five propolis

samples collected from four different regions in Turkey

and from Brazil against nine anaerobic (Peptostreptococcus

anaerobius, Peptostreptococcus micros, Prevotella oralis, Pre-

votella melaninogenica, Porphyromonas gingivalis, Fusobac-

terium nucleatum, Veillonella parvula, Lactobacillus aci-

dophilus, and Actinomyces naeslundii) strains was evalu-

ated and determined minimum inhibitory concentrations

(MIC) and minimum bactericidal concentrations (MBC)

of EEP on the growth of test microorganisms by using

agar dilution method. All strains were susceptible and MIC

values ranged from 4 to 512 mg/mL for propolis activity.

Propolis from Kazan-Ankara showed most effective MIC

values to the studied microorganisms. MBC values of Kazan-

Ankara EEP samples ranged from 8 to 512 mg/mL. Death

was observed within 4 h of incubation for Peptostreptococcus

anaerobius and micros and Lactobacillus acidophilus and

Actinomyces naeslundii, while being 8 h for Prevotella oralis,

Prevotella melaninogenica, and Porphyromonas gingivalis,

12 h for Fusobacterium nucleatum, and 16 h for Veillonella

parvula. It was shown that propolis samples were more effec-

tive against Gram-positive anaerobic bacteria than Gram-

negative ones. Propolis is used in oral cavity diseases as it

contains flavonoids such as pinobanksin, quercetin, narin-

genin, galangine, chrysin, and aromatic acids such as caffeic

acid determined by GC-MS analysis [

77

].

Dental caries is an infectious disease of worldwide pub-



lic health concern. Among the bacteria involved in this

pathology are Streptococcus mutans, Streptococcus sobrinus,

and organisms belonging to the genera Actinomyces and

Lactobacillus. The pharmaceutical industry is focusing on

the discovery of new antibacterial products after a greater

resistance to those already known. Effect of ethanolic propo-

lis extracts on the bacterium Lactobacillus fermentum was

studied. This bacterium was isolated after its identification

by polymerase chain reaction using species-specific primers

and after growing microbiological samples from cavities of

patients diagnosed with dental caries and with indication

of tooth extraction. L. fermentum was detected in 9 of 40

patients, corresponding to 22%. The susceptibility study, car-

ried out by microplate dilution, found antimicrobial activity

of ethanolic extract of propolis. Among the results, it was


8

Advances in Pharmacological Sciences

noticed that these polyphenols showed concentrations rang-

ing between

9±0.3 and 85±2.1 mg/mL. The chromatographic

analysis allowed the identification of caffeic acid, myricetin,

quercetin, kaempferol, apigenin, pinocembrin, galangin, and

caffeic acid phenethyl ester [

78

].

3. Allergy, Rhinitis, and Asthma



No side effects were related in mice, rats, and humans after

Brazilian green propolis administration [

79



82



]. Propolis is

nontoxic, and the safe concentration for humans would be

approximately 1.4 mg/kg and day or 70 mg/day. However,

cases of allergy and contact dermatitis to propolis have been

always reported [

81

], mainly among bee keepers [



83

,

84



].

Rajpara et al. mentioned that the increased incidence of

contact dermatitis over the last two decades is likely due to

its use in cosmetic and pharmaceutical preparations.

Rhinitis is a symptomatic disorder of the nose, with

nasal obstruction, secretion, and sneezing, most commonly

induced by allergen exposure, bacteria, or virus. It is a

global health problem, affecting social life, sleep, school and

work performance, regardless of gender, age, and ethnic

background [

85

]. Shinmei et al. (2009) studied the effect



of Brazilian propolis on sneezing and nasal rubbing in

experimental allergic rhinitis of mice, concluding that propo-

lis may be effective in the relief of symptoms of allergic

rhinitis through inhibition of histamine release. A single

administration of propolis caused no significant effect on

both antigen-induced nasal rubbing and sneezing at a dose

of 1000 mg/kg, but a significant inhibition was observed after

repeated administration for 2 weeks at this dose. Asthma is

a chronic inflammatory disorder of the pulmonary airways

due to the hyperresponsiveness to inhaled allergens, leading

to reversible airflow obstruction and airway inflammation,

persistent airway hyperactivity, and airway remodeling [

86

].

Khayyal et al. (2003) administered an aqueous extract of



propolis 13% daily for 2 months to patients with mild-

to-moderate asthma. As a result, propolis-treated patients

showed a reduced incidence and severity of nocturnal

attacks and improvement of ventilatory functions, which

was associated with decreased prostaglandins, leukotriene,

and proinflammatory cytokines (TNF-, IL-6, and IL-8) and

increased IL-10. CAPE (10 mg/kg/day) attenuated allergic

airway inflammation and hyperresponsiveness in a murine

model of ovalbumin-induced asthma [

87

]. It was reported



that the oxidative stress may have a crucial role in the

pathogenesis of bronchial asthma, and Cape may be useful

as an adjuvant therapy for its treatment.

4. Formulations on Propolis Extract

Ethylcellulose microparticles containing propolis ethanolic

extract (PE) were prepared by the emulsification and solvent

evaporation method. Three ratios of ethylcellulose to PE

dry residue value (DR) were tested (1 : 0.25, 1 : 4, and 1 : 10).

Moreover, polysorbate 80 was used as emulsifier in the

external phase (1.0 or 1.5% w/w). Regular particle morphol-

ogy without amorphous and/or sticking characteristics was

achieved only when an ethylcellulose : DR ratio of 1 : 0.25

and 1.0% polysorbate 80 were used. Microparticles had a

mean diameter of 85.83

??????m. The entrapment efficiency for

propolis of the microparticles was

62.99 ± 0.52%. These

ethylcellulose microparticles containing propolis would be

useful for developing propolis aqueous dosage forms without

the strong and unpleasant taste, aromatic odour, and high

ethanol concentration of PE [

88

].



Pharmaceutical formulations containing poloxamer 407,

Carbopol 934P, or gelatin, with ethanolic propolis extract

(PE), were designed for the treatment of oral mucosal

diseases. PE was produced and its quality was assessed by

measuring its specific gravity, pH, weight of dry residue,

and total flavonoid content. Monopolymeric and binary

polymeric formulations were prepared and their gelling

temperature (Tsol/gel), pH, continuous flow rheology, and

mucoadhesion were studied. The data obtained on these for-

mulations indicate a potentially useful role in the treatment

of oral mucosal diseases [

91

].



Conflict of Interests

None of the authors have any financial and personal rela-

tionships with other people or organizations that could

inappropriately influence (bias) their work.

References

[1] G. A. Burdock, “Review of the biological properties and toxicity

of bee propolis (propolis),” Food and Chemical Toxicology, vol.

36, no. 4, pp. 347–363, 1998.

[2] V. S. Bankova, S. L. De Castro, and M. C. Marcucci, “Propolis:

recent advances in chemistry and plant origin,” Apidologie, vol.

31, no. 1, pp. 3–15, 2000.

[3] M. Monti, E. Berti, G. Carminati, and M. Cusini, “Occupational

and cosmetic dermatitis from propolis,” Contact Dermatitis, vol.

9, no. 2, p. 163, 1983.

[4] E. Wollenweber, B. M. Hausen, and W. Greenaway, “Phenolic

constituents and sensitizing properties of propolis, poplar

balsam and balsam of Peru,” Bulletin de Liaison—Groupe

Polyphenols, vol. 15, pp. 112–120, 1990.

[5] K. D. Helfenberg, “The analysis of beeswax and propolis,”

Chemiker Zeitungm, vol. 31, pp. 987–998, 1908.

[6] B. M. Hausen, E. Wollenweber, H. Senff, and B. Post, “Propolis

allergy. (II). The sensitizing properties of 1,1-dimethylallyl caf-

feic acid ester,” Contact Dermatitis, vol. 17, no. 3, pp. 171–177, 1987.

[7] M. Marcucci, “Propolis: chemical composition, biological prop-

erties and therapeutic activity,” Apidologie, vol. 26, no. 2, pp. 83–

99, 1995.

[8] Y. K. Park, S. M. Alencar, and C. L. Aguiar, “Botanical origin

and chemical composition of Brazilian propolis,” Journal of

Agricultural and Food Chemistry, vol. 50, no. 9, pp. 2502–2506,

2002.


[9] P. G. Pietta, C. Gardana, and A. M. Pietta, “Analytical methods

for quality control of propolis,” Fitoterapia, vol. 73, no. 1, pp. S7–

S20, 2002.

[10] S. L. De Castro, “Propolis: biological and pharmacological

activities. Therapeutic uses of this bee-product,” Annual Review

of Biomedical Sciences, vol. 3, pp. 49–83, 2001.



Advances in Pharmacological Sciences

9

[11] A. H. Banskota, Y. Tezuka, J. K. Prasain, K. Matsushige, I. Saiki,



and S. Kadota, “Chemical constituents of Brazilian propolis and

their cytotoxic activities,” Journal of Natural Products, vol. 61, no.

7, pp. 896–900, 1998.

[12] S. M. Alencar, T. L. C. Oldoni, M. L. Castro et al., “Chemical

composition and biological activity of a new type of Brazilian

propolis: red propolis,” Journal of Ethnopharmacology, vol. 113,

no. 2, pp. 278–283, 2007.

[13] P. Walker and E. Crane, “Constituents of propolis,” Apidologie,

vol. 18, pp. 327–334, 1987.

[14] E. L. Ghisalberti, “Propolis: a review,” Bee World, vol. 60, pp. 59–

84, 1979.

[15] A. Kujumgiev, I. Tsvetkova, Y. Serkedjieva, V. Bankova, R.

Christov, and S. Popov, “Antibacterial, antifungal and antiviral

activity of propolis of different geographic origin,” Journal of

Ethnopharmacology, vol. 64, no. 3, pp. 235–240, 1999.

[16] N. Kumar, M. K. K. Ahmad, R. Dang, and A. Husain, “Antiox-

idant and antimicrobial activity of propolis from Tamil Nadu

zone,” Journal of Medicinal Plants Research, vol. 2, no. 12, pp.

361–364, 2008.

[17] M. M. Cowan, “Plant products as antimicrobial agents,” Clinical

Microbiology Reviews, vol. 12, no. 4, pp. 564–582, 1999.

[18] R. A. Laskar, I. Sk, N. Roy, and N. A. Begum, “Antioxidant

activity of Indian propolis and its chemical constituents,” Food

Chemistry, vol. 122, no. 1, pp. 233–237, 2010.

[19] N. Roy, S. Mondal, R. A. Laskar, S. Basu, D. Mandal, and N.

A. Begum, “Biogenic synthesis of Au and Ag nanoparticles by

Indian propolis and its constituents,” Colloids and Surfaces B,

vol. 76, no. 1, pp. 317–325, 2010.

[20] A. Ugur and T. Arslan, “An in vitro study on antimicrobial

activity of propolis from Mugla province of Turkey,” Journal of

Medicinal Food, vol. 7, no. 1, pp. 90–94, 2004.

[21] A. N. Koc, S. Silici, F. Multu-Sariguzel, and O. Sagdic, “Anti-

fungal activity of propolis in four different fruit juices,” Food

Technology and Biotechnology, vol. 45, pp. 57–.61, 2007.

[22] A. P. Farnesi, R. Aquino-Ferreira, D. De Jong, J. K. Bastos, and

A. E. E. Soares, “Effects of stingless bee and honey bee propolis

on four species of bacteria,” Genetics and Molecular Research,

vol. 8, no. 2, pp. 635–640, 2009.

[23] A. N. Koc¸, S. Silici, F. Kasap, H. T. H¨ormet- ¨

Oz, H. Mavus-

Buldu, and B. D. Ercal, “Antifungal activity of the honeybee

products against Candida spp. and Trichosporon spp,” Journal

of Medicinal Food, vol. 14, no. 1-2, pp. 128–134, 2011.

[24] A. Selvan, R. Singh, and D. Prabhu, “Research article: anti-

bacteria activity of bee propolis against clinical strains of

Streptococcus mutants and synergism with chlorhexidine,”

International Journal Pharmaceutical Studies Research, vol. 2,

pp. 85–90, 2011.

[25] A. C. P. Oliveira, C. S. Shinobu, R. Longhini, S. L. Franco, and T.

I. E. Svidzinski, “Antifungal activity of propolis extract against

yeasts isolated from onychomycosis lesions,” The Memorias do

Instituto Oswaldo Cruz, vol. 101, no. 5, pp. 493–497, 2006.

[26] N. K. K. Hendi, H. S. Naher, and A. H. Al-Charrakh, “In vitro

antibacterial and antifungal activity of Iraqi propolis,” Journal

of Medicinal Plant Research, vol. 5, no. 20, pp. 5058–5066, 2011.

[27] K. F. D. Dota, M. E. L. Consolaro, T. I. E. Svidzinski, and M.

L. Bruschi, “Antifungal activity of brazilian propolis micropar-

ticles against yeasts isolated from vulvovaginal candidiasis,”

Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, vol.

2011, Article ID 201953, 8 pages, 2011.

[28] Y. K. Park, M. H. Koo, J. A. S. Abreu, M. Ikegaki, J. A. Cury,

and P. L. Rosalen, “Antimicrobial activity of propolis on oral

microorganisms,” Current Microbiology, vol. 36, no. 1, pp. 24–

28, 1998.

[29] J. M. Grange and R. W. Davey, “Antibacterial properties of

propolis (bee glue),” Journal of the Royal Society of Medicine, vol.

83, no. 3, pp. 159–160, 1990.

[30] I. Kosalec, S. Pepeljnjak, M. Bakmaz, and S. Vladimir-Kneˇzevi´c,

“Flavonoid analysis and antimicrobial activity of commercially

available propolis products,” Acta Pharmaceutica, vol. 55, no. 4,

pp. 423–430, 2005.

[31] N. Kalogeropoulos, S. J. Konteles, E. Troullidou, I. Mourtzinos,

and V. T. Karathanos, “Chemical composition, antioxidant

activity and antimicrobial properties of propolis extracts from

Greece and Cyprus,” Food Chemistry, vol. 116, no. 2, pp. 452–461,

2009.


[32] H. Fokt, A. Pereira, A. M. Ferreira, A. Cunha, and C. Aguiar,

“How do bees prevent hive infections? The antimicrobial

properties of propolis. Current Research, Technology and Edu-

cation,” Topics in Applied Microbiology and Microbial Biotech-

nology, vol. 1, pp. 481–493, 2010.

[33] M. Bhadauria, “Propolis prevents hepatorenal injury induced

by chronic exposure to carbon tetrachloride,” Evidence-Based

Complementary and Alternative Medicine, vol. 2012, Article ID

235358, 12 pages, 2012.

[34] V. D. Wagh, R. D. Borkar, M. G. Kalaskar, P. P. Nerkar, and S. J.

Surana, “HPLC method for the identification and qualitatively

estimation of Tannic acid and Quercetin in Indian propolis,”

in Proceedings of the National Conference on Pharmaceutical

Analysis, Dr. B A. Marathwada University, Aurangabad, India,

October 2011.

[35] S. Stepanovi´c, N. Anti´c, I. Daki´c, and M. ˇSvabi´c-Vlahovi´c, “In

vitro antimicrobial activity of propolis and synergism between

propolis and antimicrobial drugs,” Microbiological Research, vol.

158, no. 4, pp. 353–357, 2003.

[36] M. J. Yaghoubi, G. Ghorbani, S. Soleimanian Zad, and R. Satari,

“Antimicrobial activity of Iranian propolis and its chemical

composition,” Daru, vol. 15, no. 1, pp. 45–48, 2007.

[37] L. Drago, B. Mombelli, E. De Vecchi, M. C. Fassina, L. Tocalli,

and M. R. Gismondo, “In vitro antimicrobial activity of propolis

dry extract,” Journal of Chemotherapy, vol. 12, no. 5, pp. 390–395,

2000.


[38] J. M. Sforcin, A. Fernandes Jr., C. A. M. Lopes, V. Bankova,

and S. R. C. Funari, “Seasonal effect on Brazilian propolis

antibacterial activity,” Journal of Ethnopharmacology, vol. 73, no.

1-2, pp. 243–249, 2000.

[39] M. Kartal, S. Yildiz, S. Kaya, S. Kurucu, and G. Topc¸u, “Antimi-

crobial activity of propolis samples from two different regions

of Anatolia,” Journal of Ethnopharmacology, vol. 86, no. 1, pp.

69–73, 2003.

[40] J. W. Dobrowolski, S. B. Vohora, K. Sharma, S. A. Shah, S. A. H.

Naqvi, and P. C. Dandiya, “Antibacterial, antifungal, antiamoe-

bic, antiinflammatory and antipyretic studies on propolis bee

products,” Journal of Ethnopharmacology, vol. 35, no. 1, pp. 77–

82, 1991.

[41] H. EI Fadaly and E. E. Y. EI Badrawy, “Flavonoids of propolis

and their antibacterial activities,” Pakistan Journal Biological

Science, vol. 21, pp. 204–207, 2001.

[42] W. Krol, S. Scheller, J. Shani, G. Pietsz, and Z. Czuba, “Synergis-

tic effect of ethanolic extract of propolis and antibiotics on the

growth of Staphylococcus aureus,” Arzneimittel-Forschung/Drug

Research, vol. 43, no. 5, pp. 607–609, 1993.



10

Advances in Pharmacological Sciences

[43] S. Castaldo and F. Capasso, “Propolis, an old remedy used in

modern medicine,” Fitoterapia, vol. 73, no. 1, pp. S1–S6, 2002.

[44] A. Fernandes, E. C. D. Balestrin, and M. L. R. S. Cunha, “Anti-

Staphylococcus aureus activity of bee propolis extracts prepared

with different ethanol concentrations,” Farm Science Review’s,

vol. 24, pp. 147–152, 2003.

[45] M. Popova, V. Bankova, I. Tsvetkova, and A. Kujumgiev,

“Comparative study of the biological activity of propolis from

different geographic origin: a statistical approach,” Macedonian

Pharmaceutical Bulletin, vol. 50, pp. 9–14, 2004.

[46] K. Bosio, C. Avanzini, A. D’Avolio, O. Ozino, and D. Savoia, “In

vitro activity of propolis against Streptococcus pyogenes,” Letters

in Applied Microbiology, vol. 31, no. 2, pp. 174–177, 2000.

[47] F. A. Santos, E. M. A. Bastos, M. Uzeda et al., “Antibacterial

activity of Brazilian propolis and fractions against oral anaer-

obic bacteria,” Journal of Ethnopharmacology, vol. 80, no. 1, pp.

1–7, 2002.

[48] R. O. Orsi, J. M. Sforcin, V. L. M. Rall, S. R. C. Funari, L. Barbosa,

and A. Fernandes, “Susceptibility profile of Salmonella against

the antibacterial activity of propolis produced in two regions

of Brazil,” Journal of Venomous Animals and Toxins Including

Tropical Diseases, vol. 11, pp. 109–116, 2005.

[49] V. Benkovic, A. Horvat Knezevic, D. Dikic et al., “Radiopro-

tective effects of propolis and quercetin in

??????-irradiated mice

evaluated by the alkaline comet assay,” Phytomedicine, vol. 15,

no. 10, pp. 851–858, 2008.

[50] S. L. De Castro, K. Salom˜ao, E. M. De Souza, A. Henriques-Pons,

and H. S. Barbosa, “Brazilian green propolis: effects in vitro and

in vivo on Trypanosoma cruzi,” Evidence-Based Complementary

and Alternative Medicine, vol. 2011, Article ID 185918, 11 pages,

2011.


[51] D. Torres, I. Hollands, and E. Palacios, “Effect of an alcoholic

extract of propolis on the in vitro growth of Giardia lamblia 720,”

Journal of Veterinary Science, vol. 21, no. 1, pp. 15–19, 1990.

[52] A. P. Dantas, B. P. Olivieri, F. H. M. Gomes, and S. L. de

Castro, “Treatment of Trypanosoma cruzi-infected mice with

propolis promotes changes in the immune response,” Journal of

Ethnopharmacology, vol. 103, no. 2, pp. 187–193, 2006.

[53] N. Orˇsoli´c, A. B. ˇSaranovi´c, and I. Baˇsi´c, “Direct and indi-

rect mechanism(s) of antitumour activity of propolis and its

polyphenolic compounds,” Planta Medica, vol. 72, no. 1, pp. 20–

27, 2006.

[54] A. Cuesta, A. Rodr´ıguez, M. ´

A. Esteban, and J. Meseguer,

“In vivo effects of propolis, a honeybee product, on gilt-

head seabream innate immune responses,” Fish and Shellfish

Immunology, vol. 18, no. 1, pp. 71–80, 2005.

[55] S. M. Sayed, G. A. Abou EI-Ella, N. M. Wahba et al., “Immune

defense of rats immunized with fennel honey, propolis, and

bee venom against induced staphylococcal infection,” Journal

of Medicinal Food, vol. 12, no. 3, pp. 569–575, 2009.

[56] G. Fischer, F. R. Conceic¸˜ao, F. P. L. Leite et al., “Immunomod-

ulation produced by a green propolis extract on humoral and

cellular responses of mice immunized with SuHV-1,” Vaccine,

vol. 25, no. 7, pp. 1250–1256, 2007.

[57] M. F. Osman and E. A. Taha, “Anti-oxidant activity of water

extract of propolis from different regions in Kafr El-Sheikh

Governorate,” Alexandria Juornal of Food Science and Technol-

ogy, vol. 1, pp. 83–89, 2008.

[58] D. Popeskovic, D. Kepcija, D. Dimitijevic, and N. Stojanovic,

“The antioxidative properties of propolis and some of its

components,” Acta Veterinaria, vol. 30, pp. 133–136, 1980.

[59] J.-Q. Zhao, Y.-F. Wen, M. Bhadauria et al., “Protective effects

of propolis on inorganic mercury induced oxidative stress in

mice,” Indian Journal of Experimental Biology, vol. 47, no. 4, pp.

264–269, 2009.

[60] M. G. Miguel, S. Nunes, S. A. Dandlen, A. M. Cavaco, and M. D.

Antunes, “Phenols and antioxidant activity of hydro-alcoholic

extracts of propolis from Algarve, South of Portugal,” Food and

Chemical Toxicology, vol. 48, no. 12, pp. 3418–3423, 2010.

[61] C. Cruz, A. M. Cavaco, R. Guerra, D. Aantunes, H. Guia, and

M. G. Miguel, “A first approach to the optical and antioxidant

properties of propolis collected at different sites of algarve

region,” in Proceedings of the 4th IASME/WSEAS International

Conference on Energy, Environment, Ecosystems and Sustainable

Development, Algarve, Portugal, June 2008.

[62] M. G. Miguel, S. Nunes, S. A. Dandlen S, A. M. Cavaco, and

M. D. Antunes, “Antioxidant activity of propolis from algarve,”

Advances in Environmental Biology, vol. 5, no. 2, pp. 345–350,

2011.

[63] N. Oolic, “A review of propolis antitumour action in vivo and in



vitro,” Java Authentication and Authorization Service, vol. 2, pp.

1–20, 2010.

[64] M.-R. Ahn, K. Kunimasa, T. Ohta et al., “Suppression of tumor-

induced angiogenesis by Brazilian propolis: major component

artepillin C inhibits in vitro tube formation and endothelial cell

proliferation,” Cancer Letters, vol. 252, no. 2, pp. 235–243, 2007.

[65] V. Bankova, M. Popova, and B. Trusheva, “Plant origin of

propolis: latest developments and importance for research and

medicinal use,” in Beekeeping-from Science to Agribusiness and

Apitherapy, L. A. Marghitas and D. Dezmirean, Eds., pp. 40–46,

Editura Academic Press, Cluj-Napoca, Romania, 2007.

[66] N. Orˇsoli´c, K. Bendelja, A. Brbot-ˇSaranovi´c, and I. Baˇsi´c,

“Effects of caffeic acid and caffeic acid phenethyl ester, an

antioxidants from propolis, on inducing apoptosis in HeLa

human cervical carcinoma and Chinese hamster lung V79

fibroblast cells,” Periodicum Biologorum, vol. 106, no. 4, pp. 367–

372, 2004.

[67] V. Bankova, “Chemical diversity of propolis makes it a valu-

able source of new biologically active compounds,” Journal of

ApiProduct and ApiMedical Science, vol. 1, pp. 23–28, 2009.

[68] N. Orˇsoli´c, S. Terzi´c, ˇ

Z. Mihaljevi´c, L. ˇSver, and I. Baˇsi´c,

“Effects of local administration of propolis and its polyphenolic

compounds on tumor formation and growth,” Biological and

Pharmaceutical Bulletin, vol. 28, no. 10, pp. 1928–1933, 2005.

[69] Y. Ozkul, S. Silici, and E. Eroˇglu, “The anticarcinogenic effect of

propolis in human lymphocytes culture,” Phytomedicine, vol. 12,

no. 10, pp. 742–747, 2005.

[70] E. C. D. Almeida and H. Menezes, “Anti-inflammatory activity

of propolis extracts: a review 2104,” Journal of Venomous

Animals and Toxins, vol. 8, pp. 191–212, 2002.

[71] F. Borrelli, P. Maffia, L. Pinto et al., “Phytochemical compounds

involved in the anti-inflammatory effect of propolis extract,”

Fitoterapia, vol. 73, no. 1, pp. S53–S63, 2002.

[72] K. Du Toit, S. Buthelezi, and J. Bodenstein, “Anti-inflammatory

and antibacterial profiles of selected compounds found in south

african Propolis,” South African Journal of Science, vol. 105, no.

11-12, pp. 470–472, 2009.

[73] O. K. Mirzoeva and P. C. Calder, “The effect of propolis and its

components on eicosanoid production during the inflamma-

tory response,” Prostaglandins Leukotrienes and Essential Fatty

Acids, vol. 55, no. 6, pp. 441–449, 1996.

[74] O. M. Abo-Salem, R. H. El-Edel, G. E. I. Harisa, N. El-Halawany,

and M. M. Ghonaim, “Experimental diabetic nephropathy can



Advances in Pharmacological Sciences

11

be prevented by propolis: effect on metabolic disturbances and



renal oxidative parameters,” Pakistan Journal of Pharmaceutical

Sciences, vol. 22, no. 2, pp. 205–210, 2009.

[75] F. Hu, W. Zhu, M. Chen, Q. Shou, and Y. Li, “Biological activities

of Chinese propolis and Brazilian propolis on streptozotocin-

induced type 1 diabetes mellitus in rats,” Evidence-Based Com-

plementary and Alternative Medicine, vol. 2011, Article ID

468529, 8 pages, 2011.

[76] V. Dimov, N. Ivanovska, S. Popov, and V. Bankova,

“Immunomodulatory action of propolis: IV. Prophylactic

activity against Gram-negative infections and adjuvant effect

of the water-soluble derivative,” Vaccine, vol. 10, no. 12, pp.

817–823, 1992.

[77] O. Koru, F. Toksoy, C. H. Acikel et al., “In vitro antimicrobial

activity of propolis samples from different geographical origins

against certain oral pathogens,” Anaerobe, vol. 13, no. 3-4, pp.

140–145, 2007.

[78] N. Saavedra, L. Barrientos, C. L. Herrera, M. Alvear, G.

Montenegro, and L. A. Salazar, “Effect of Chilean propolis

on cariogenic bacteria Lactobacillus fermentum,” Ciencia e

Investigacion Agraria, vol. 38, no. 1, pp. 117–125, 2011.

[79] J. M. Sforcin, E. L. B. Novelli, and S. R. C. Funari, “Seasonal effect

of Brazilian propolis on seric biochemical variables,” Journal of

Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases, vol.

8, pp. 244–254, 2002.

[80] F. Mani, H. C. R. Damasceno, E. L. B. Novelli, E. A. M. Martins,

and J. M. Sforcin, “Propolis: effect of different concentrations,

extracts and intake period on seric biochemical variables,”

Journal of Ethnopharmacology, vol. 105, no. 1-2, pp. 95–98, 2006.

[81] F. Mani, H. C. R. Damasceno, E. L. B. Novelli, and J. M. Sforcin,

“Biochemical determinations of propolis-treated rats: effects of

different concentrations, extracts and intake period,” Biosaude,

vol. 10, no. 1, pp. 3–16, 2008.

[82] J. M. Sforcin, “Propolis and the immune system: a review,”

Journal of Ethnopharmacology, vol. 113, no. 1, pp. 1–14, 2007.

[83] O. Rudeschko, A. Machnik, H. D¨orfelt, H.-H. Kaatz, B. Schlott,

and R. W. Kinne, “A novel inhalation allergen present in the

working environment of beekeepers,” Allergy, vol. 59, no. 3, pp.

332–337, 2004.

[84] O. Gulbahar, G. Ozturk, N. Erdem, A. C. Kazandi, and A.

Kokuludag, “Psoriasiform contact dermatitis due to propolis in

a beekeeper,” Annals of Allergy, Asthma and Immunology, vol.

94, no. 4, pp. 509–511, 2005.

[85] J. Hellgren, A. Cervin, S. Nordling, A. Bergman, and L. O.

Cardell, “Allergic rhinitis and the common cold—high cost to

society,” Allergy, vol. 65, no. 6, pp. 776–783, 2010.

[86] L. B. Sy, Y.-L. Wu, B.-L. Chiang, Y.-H. Wang, and W.-M.

Wu, “Propolis extracts exhibit an immunoregulatory activity

in an OVA-sensitized airway inflammatory animal model,”

International Immunopharmacology, vol. 6, no. 7, pp. 1053–1060,

2006.


[87] W.-K. Jung, D.-Y. Lee, Y. H. Choi et al., “Caffeic acid phenethyl

ester attenuates allergic airway inflammation and hyperrespon-

siveness in murine model of ovalbumin-induced asthma,” Life

Sciences, vol. 82, no. 13-14, pp. 797–805, 2008.

[88] G. B. Avanc¸o and M. L. Braschi, “Preparation and character-

ization of ethylcellulose microparticles containing propolis,”

Journal Basic and Applied Sciences, vol. 29, no. 2, pp. 129–134,

2008.


[89] B. Trusheva, M. Popova, V. Bankova, I. Tsvetkova, C. Nay-

densky, and A. G. Sabatini, “A new type of European propolis

containing bioactive labdanes,” Rivista Italiana EPPOS, vol. 36,

pp. 3–7, 2003.

[90] S. Kumazawa, K. Hayashi, K. Kajiya, T. Ishii, T. Hamasaka,

and T. Nakayama, “Studies of the constituents of Uruguayan

propolis,” Journal of Agricultural and Food Chemistry, vol. 50,

no. 17, pp. 4777–4782, 2002.

[91] A. N. Hirata and M. L. Bruschi, “Development and characteri-

zation of semisolid systems to deliver propolis in the oral cavity,”

Journal Basic Applied Science, vol. 31, no. 1, pp. 33–39, 2010.


Submit your manuscripts at

http://www.hindawi.com

Pain

Research and Treatment



Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

The Scientific 

World Journal

Hindawi Publishing Corporation 

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Toxins


Journal of

Vaccines


Journal of

Hindawi Publishing Corporation 

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Antibiotics

International Journal of

Toxicology

Journal of

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Stroke

Research and Treatment



Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Drug Delivery

Journal of

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 

2014


Advances in 

Pharmacological 

Sciences

Tropical Medicine

Journal of

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Medicinal Chemistry

International Journal of

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Addiction

Journal of

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

BioMed 


Research International

Emergency Medicine 

International

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

 Autoimmune 

Diseases

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

 Anesthesiology 

Research and Practice

Scientifica

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Journal of

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

Pharmaceutics

Hindawi Publishing Corporation

http://www.hindawi.com

Volume 2014

MEDIATORS

INFLAMMATION



of


Yüklə 252 Kb.

Dostları ilə paylaş:




Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©azkurs.org 2020
rəhbərliyinə müraciət

    Ana səhifə